富血小板纤维蛋白联合脂肪干细胞对糖尿病小鼠皮肤创面愈合的影响研究

丁寅佳 崔磊 赵旭 司婷婷 赵启明

[摘要]目的：評价富血小板纤维蛋白（platelet-rich fibrin，PRF）和脂肪干细胞（adipose derived stem cells，ADSCs）对于糖尿病小鼠皮肤创面愈合的作用。方法：在18只糖尿病裸鼠和6只正常裸鼠上制成48个皮肤创面，将糖尿病裸鼠创面随机分为PRF-ADSCs组、PRF组、糖尿病对照组，观察各组创面愈合情况，并行组织病理学检查及CD31表达检测。结果：PRF存在大量纤维蛋白聚集并形成疏松的立体网络结构，在交界处有大量血小板和白细胞聚集。在接种ADSCs并培养1周后的PRF中，可见大量ADSCs细胞粘附在PRF的纤维蛋白网络中。伤后3、7、10、14d，PRF-ADSCs组创面愈合率分别为（35.2±4.2）%、（76.2±5.0）%、（88.3±5.0）%、（97.6±2.7）%，PRF组为（28.0±5.0）%、（62.0±5.2）%、（81.0±3.7）%、（92.3±3.2）%，糖尿病对照组为（16.0±2.7）%、（26.1±4.8）%、（60.9±7.7）%、（72.0±8.1）%，正常对照组为（31.0±4.0）%、（64.8±4.2）%、（83.0±3.5）%、（98.5±2.7）%，PRF-ADSCs组愈合率优于其它3组，差异均具有统计学意义（P<0.01）。PRF-ADSCs组创面愈合时间为（14.75±0.45）d，PRF组为（15.33±0.49）d，糖尿病对照组创面愈合时间为（17.67±0.49）d，正常对照组创面愈合时间为（14.42±0.51）d，PRF-ADSCs组和正常对照组的愈合时间优于其余2组（P<0.01）。伤后14d PRF-ADSCs组、PRF组和正常对照组创面毛细血管和组CD31阳性细胞计数多于糖尿病对照组（P<0.01）。结论：应用PRF联合ADSCs治疗糖尿病小鼠皮肤创面，可以显著促进创面愈合，且效果优于单纯使用PRF。

[关键词]富血小板纤维蛋白;血小板;脂肪干细胞;糖尿病小鼠;创面;愈合

[中图分类号]R622    [文献标志码]A    [文章编号]1008-6455（2019）02-0008-06

Abstract： Objective  To evaluate the effects of PRF and ADSCs on skin wound healing in diabetic mice. Methods  48 skin wounds were made on 18 diabetic nude mice and 6 normal nude mice. Diabetic nude mice wounds were randomly divided into PRF-ADSCs group， PRF group， and diabetes control group. Wound healing was observed in each group and was observed. Pathological examination and detection of CD31 expression of the specimen was made. Results  PRF has a large amount of fibrin aggregation and forms a loose three-dimensional network structure， with a large number of platelet and leukocyte aggregation at the junction. In PRF inoculated with ADSCs and cultured for one week， a large number of ADSCs cells were seen adhering to the PRF's fibrin network. At 3， 7， 10， and 14d after injury， the wound healing rate in the PRF-ADSCs group was （35.2±4.2）%， （76.2±5.0）%， （88.3±5.0）% and （97.6±2.7）% respectively， in the PRF group was （28.0±5.0）%， （62.0±5.2）%， （81.0±3.7）% and （92.3±3.2）% respectively， in diabetic control group was （16.0±2.7）%， （26.1±4.8）%，（60.9±7.7）% and （72.0±8.1）% respectively， and in normal control group was （31.0±4.0）%， （64.8±4.2）%， （83.0±3.5）% and （98.5±2.7）% respectively. The healing rate of PRF-ADSCs group was better than the other three groups， and the differences were statistically significant （P<0.01）. The wound healing time in PRF-ADSCs group was （14.75±0.45）d， in PRF group was （15.33±0.49）d， in diabetic control group was （17.67±0.49）d， and in normal control group was （14.42±0.51）d， The healing time of PRF-ADSCs group and normal control group were better than other two groups （P<0.01）. The counts of capillary and CD31 positive cells in wounds of PRF-ADSCs group， PRF group and normal control group were higher than those of diabetic control group at 14d after injury （P<0.01）. Conclusion  This study found that the use of PRF in combination with ADSCs in the treatment of diabetic skin wounds， can significantly promote wound healing， and the effect is better than simply using PRF.

Key words： platelet-rich fibrin; platelet; adipose derived stem cells; diabetic mice; wound; healing

目前，糖尿病已经成为全球范围内的一种常见疾病。目前针对糖尿病足（diabetic foot ulcers，DFU）患者的治疗，除了控制患者全身血糖水平外，在局部创面所采用的传统治疗方法均需要较长的治疗时间，加重了患者的经济负担，甚至最终也未能达到创面愈合。富血小板纤维蛋白（platelet-rich fibrin，PRF）主要由血浆及血小板构成，其包含有纤维蛋白支架及聚集于其中的白细胞和各类生长因子、细胞因子、趋化因子等，被广泛应用口腔、颌面以及整形美容外科等多个医学领域[1-3]。目前已有初步研究表明，PRF对于创面愈合具有促进作用[4-5]，应用PRF治疗糖尿病创面也具有积极作用[6-7]。随着干细胞研究的深入，也为治疗创面损伤提供了新的方法。脂肪干细胞（adipose derived stem cells，ADSCs）具有来源广泛，取材方便，对机体损伤小，且具有多向分化潜能，临床运用前景广阔的特点[8-9]。本研究以糖尿病裸鼠为研究对象，探讨PRF联合ADSCs在糖尿病创面修复中的作用，以期为糖尿病创面的治疗寻找一种更好的方法。

1  材料和方法

1.1 实验动物与组织材料：本实验SPF级雄性裸鼠（6～8周龄）由上海交通大学第九人民医院动物实验室提供，实验方案经医院伦理委员会审核批准，实验过程中对动物的处置符合动物伦理学标准。裸鼠适应性饲养1周，体重20～22g。

静脉血标本来自于健康志愿者8例（男女各4例，年龄23～28岁，平均年龄25岁），无传染性疾病，无相关血液疾病，女性志愿者未在月经期。采血前2周禁烟酒，采血前3个月未服用阿司匹林及其他任何影响血小板功能的药物。脂肪组织来自于1例健康成人，行腹部脂肪抽吸术后获得的脂肪抽吸物100ml。志愿者知情并同意本实验。

1.2 主要试剂与仪器：链脲佐菌素（STZ，sigma公司，美国），DMEM-F12 培养基（Hyclone，美国），胎牛血清（Natocor，阿根廷），Ⅰ型胶原酶（Sigma，美国），苏木精-伊红（H-E）染色试剂盒（索莱宝，中国上海），碱性磷酸酶（alkaline phosphatase，ALP）染色试剂盒（碧云天，国上海），CCK-8 试剂盒（Omega，美国），SYBR（TaKaRa，日本），10ml枸橼酸钠真空采血管（君诺公司，中国），高速离心机（L500，中国），扫描电镜（JSM-6700F， 日本），滤光片式酶标仪（ELX800，美国）。

1.3 糖尿病裸鼠模型及創面模型的建立：将裸鼠禁食16h后，将STZ溶于柠檬酸-柠檬酸三钠缓冲液（0.1mol/L，pH4.5）配制成1%的注射液，经0.22μmol滤器过滤除菌，以150mg/kg剂量腹腔注射。注射14d后，通过断尾采血法测定血糖浓度，血糖浓度≥16.7mmol/L视为糖尿病裸鼠造模成功。

取造模成功的18只糖尿病裸鼠（平均血糖浓度23.9±5.6mmol/L）和6只正常裸鼠，采用30g/L戊巴比妥钠腹腔注射（30mg/kg）麻醉，背部消毒后于脊柱两侧对称部位各切除2个直径为1.0cm深达浅筋膜的圆形全层皮肤，共制成48个创面，创面直径为（1.13±0.11）cm。采用随机数字表法随机将18只糖尿病裸鼠归入A组、B组和C组，每组6只，将正常裸鼠归入D组。A组左侧采用PRF膜片及常规敷料覆盖，右侧仅采用常规敷料覆盖;B组左侧采用接种ASCs的PRF膜片及常规敷料覆盖，右侧采用PRF膜片及常规敷料覆盖;C组左侧仅采用常规敷料覆盖，右侧采用接种ASCs的PRF膜片及常规敷料覆盖;D组仅采用常规敷料覆盖。最终获得4组不同干预方式（PRF-ADSCs组、PRF组、糖尿病对照组、正常对照组）的创面愈合率和愈合时间。所有小鼠分开喂养至伤口完全愈合，每日检查敷料，使用网套固定确保敷料稳固。

1.4 PRF膜片的制备：使用10ml的枸橼酸钠真空采血管采集志愿者肘静脉全血10ml，立即放于离心机中，以400g离心力离心10min，静置3～5min后可得到纤维蛋白凝块，介于顶端的少细胞浆液层与底端的红细胞层之间。剪取PRF凝块后使用无菌纱布轻压10s制成PRF膜片。

1.5 ADSCs分离和培养：将获得的无菌脂肪抽吸获得物25ml放入50ml离心管中，加入0.075%Ⅰ型胶原酶15ml，在恒温摇床中37℃消化60min。1 200g离心10min，弃上层液体。加入DMEM-F12重悬接种到25cm培养皿中，置于体积分数5% CO2，37℃饱和湿度的孵箱中培养，24～48h后换液，PBS冲洗去除血细胞，继续培养待细胞生长融合达90%时传代。取生长良好的第3代ADSCs接种到PRF上，1d后移植到裸鼠伤口进行修复治疗。

1.6 检测指标及评价方法

1.6.1 PRF显微及超微结构观察：将制备成功的PRF标本立即浸于10%多聚甲醛固定1d后，常规石蜡包埋、切片（厚度为5μm），HE染色，于400倍光学显微镜下观察并采集图像。将制备成功的PRF标本与接种ADSCs培养1周后的标本浸于大于20倍体积的4℃ 2.5%戊二醛中，存放于4℃冰箱固定2h以上，切取约10.0mm×0.5mm大小样本，0.1mol/L的PBS漂洗3遍（pH=7.2）;加入1%锇酸固定2h，再用PBS漂洗3遍，各10min（pH=7.2）;然后以30%、50%、70%、80%、90%、95%、100%乙醇梯度脱水（其中100%乙醇脱2遍），每次脱水10min乙酸异戊酯置换20min;CO2临界点干燥;金离子溅射法镀膜;扫描电镜观察并采集图像。

1.6.2 创面愈合情况：于伤后3、7、10、14d，肉眼观察创面变化、肉芽组织生长等情况，同时采用数码照相机对所有创面照相，比较创面大小，并通过Image-Pro Plus 6.0软件测算创面未愈合面积，并计算创面愈合率。创面愈合率=（创面初始面积-未愈合面积）/创面初始面积×100%。

1.6.3 创面组织病理学观察：于伤后14d，将裸鼠30g/L戊巴比妥钠经腹腔注射（30mg/kg）麻醉，切取创面及创周3mm组织。将组织立即浸于10%多聚甲醛固定，常规石蜡包埋、切片（厚度为5μm），HE染色，于100倍光学显微镜下观察创面组织病理学改变。采用Image-Pro Plus 6.0软件采集图像，每张切片在肉芽组织范围内100倍光学显微镜下相同部位选取3个视野，比较各组毛细血管平均数量。

1.6.4 创面组织CD31表达情况：采用免疫组织化学染色法，取多聚甲醛固定后创面组织切片，常规抗原修复后，加入体积分数3%过氧化氢室温孵育10min，PBS冲洗后置于0.01mmol/L枸橼酸缓冲液（pH值为6.0）中行微波抗原修复20min，分别加入CD31一抗（稀释比为1：50），4℃过夜，PBS冲洗后加入增强型两步法检测试剂，37℃孵育20min，二氨基联苯胺显色，苏木素复染，封片。以细胞呈黄色或棕黄色反应为阳性表达。采用Image-Pro Plus 6.0软件采集图像，每张切片在肉芽组织范围内100倍光学显微镜下相同部位选取3个视野，比较各组阳性细胞平均数量。

1.7 统计学分析：采用SPSS 22.0软件对实验数据进行分析。各组创面愈合率采用重复测量数据方差分析，并对组间各不同时间点的数据进行比较;各组创面愈合时间、组织毛细血管密度及CD31表达采用单因素方差分析。检验水准α=0.05。

2  结果

2.1 ADSCs形态观察：ADSCs经体外分离、培养，24h后即可见细胞爬出。48h首次换液后光镜下观察可见：细胞形态多样可呈短梭形、三角形、多边形，细胞散在分布不均一;随后细胞生长迅速，爬满整个瓶底;经传代后，细胞形态均一，为长梭形，且具有一定极性，放射状排列。

2.2 PRF显微及超微结构观察：大体标本可见PRF凝胶为有弹性且质韧，表面光滑，质地均匀的胶冻状结构，主体呈淡黄色，底端呈红色。PRF膜片呈乳白色，质韧，表面光亮，底端呈红色。将PRF标本HE染色后，于400倍光学显微镜下可见PRF呈网状结构较为疏松，纤维蛋白基质红染，在靠近底层的纤维蛋白基质中有大量白细胞聚集，而在上层的纤维蛋白基质中则无血小板和其它细胞成分。

扫描电镜下观察可见PRF标本存在大量纤维蛋白聚集并形成疏松的立体网络结构。在PRF标本的红色区域分布大量红细胞，在淡黄色区域为致密成熟的纤维蛋白基质，而在这两个区域的交界处有大量血小板和白细胞聚集，血小板沿纤维蛋白束聚集，以血小板集合物呈現。而在接种ADSCs并培养一周后的PRF中，可见大量ADSCs细胞粘附在PRF的纤维蛋白网络中。

2.3 创面愈合情况：伤后3d，PRF-ADSCs组、PRF组和正常对照组创面均有新鲜肉芽组织生长，创面面积均有明显缩小，创面肉芽组织呈鲜红色、柔软、易出血，糖尿病对照组创面肉芽组织略显苍白，表面有少量坏死组织及黄色分泌物覆盖。伤后7d，4组创面进一步缩小，均无明显坏死组织覆盖及感染发生，PRF-ADSCs组、PRF组和正常对照组创面面积缩小较糖尿病对照组创面更加显著。伤后14d，PRF-ADSCs组、PRF组和正常对照组创面基本完全愈合，糖尿病对照组创面面积已有显著缩小，但仍有部分创面未愈合。

伤后3、7、10、14d 4个时间点的创面愈合率行球形检验结果显示P<0.001，说明各组不同时间点的愈合率之间是存在相关性的;采用重复测量设计的方差分析，结果显示4组间创面愈合率比较，差异具有统计学意义（F=112.4，P<0.001）;LSD法进行两两比较，结果显示PRF-ADSCs组愈合率优于其它3组，差异均具有统计学意义（P<0.01）;糖尿病对照组愈合率差于其它3组，差异均具有统计学意义（P<0.001）;PRF组和正常对照组愈合率比较，差异无统计学意义（P=0.057）。

4组创面愈合时间行方差齐性检验（P=0.446），采用单因素方差分析显示4组间创面愈合时间比较，差异具有统计学意义（F=108.1，P<0.001）;LSD法进行两两比较，结果显示PRF-ADSCs组和正常对照组的愈合时间优于其它2组（P<0.01），PRF组的愈合时间优于糖尿病对照组（P<0.001）。见表1。

2.4 创面组织病理学观察：伤后14d可见PRF-ADSCs组、PRF组和正常对照组创面组织表皮覆盖完全，真皮结构致密，皮肤结构基本恢复正常，有大量毛细血管存在，毛细血管计数分别为18.6±2.9、18.0±2.0、18.5±1.8;糖尿病对照组创面组织炎性浸润明显，表皮层较薄，真皮结构相对疏松，毛细血管计数为10.0±1.0，少于其它3组且差异具有统计学意义（P<0.01）。

2.5 创面组织CD31表达情况：CD31主要表达于创面组织中的血管内皮细胞的细胞浆，呈棕黄色颗粒状，伤后14d，PRF-ADSCs组及正常对照组CD31阳性细胞计数分别为49.3±2.5、45.5±1.8，显著高于PRF组40.3±3.8，差异有统计学意义（P<0.01）;而糖尿病对照组19.0±2.0，少于其它3组且差异具有统计学意义（P<0.001）。提示PRF治疗后可增加创面血管数量，促进创面血管新生。

3  讨论

据统计目前全球共有糖尿病患者约3.82亿，约占成年人口数的8.3%。如果发生DFU，将有近20%发生创面感染的患者最终将面临不同程度的截肢[10]。不仅使患者的生活质量急剧下降，还增加了经济负担。目前针对DFU患者局部创面的传统治疗方法往往难以达到理想的效果。究其原因，这些方法均主要依赖于局部组织的自我修复能力，而糖尿病患者的组织再生能力较差，很难完全依靠自身的修复能力进行创面的修复。

2001年法國学者Choukroun等开发出血小板浓缩制剂PRF。PRF具有制备方法简便、成本低廉以及使用便捷等优点，可以释放许多种类的生长因子[11]，这些因子通过促进细胞分裂增殖，增加胶原合成，促进组织血管化，诱导细胞分化以及清除坏死组织从而加快创面修复和组织再生[12-13]。但是应用PRF后的治疗效果依赖于患者自身血小板活性，因此如果患者存在血液系统疾病，行PRF治疗的疗效可能有限。

近年来，随着组织工程学和再生医学的发展，干细胞的研究逐渐深入，也为创面修复治疗提供了一个新的途径。ADSCs可通过旁分泌作用表达多种细胞因子。通过这些细胞因子，ADSCs可以起到促进成纤维细胞、神经胶质细胞、血管内皮细胞和平滑肌细胞增殖的作用[14]。笔者研究发现应用PRF联合ADSCs治疗糖尿病小鼠皮肤创面，可以显著促进创面的愈合，相较于单纯使用PRF可明显缩短创面愈合时间。应用PRF联合ADSCs治疗后14d大部分糖尿病小鼠的创面组织皮肤结构已基本恢复正常，且皮肤毛细血管数显著增多。使用PRF联合ADSCs治疗糖尿病小鼠皮肤创面，可使其愈合过程接近于正常小鼠皮肤创面的愈合过程。

笔者认为PRF联合ADSCs能够有效治疗糖尿病创面的可能机制包括：①上调局部生长因子水平，促进血管再生。有研究表明，经血小板浓缩制剂治疗后的慢性创面内PDGF、TGF-β、VEGF、EGF、IGF-1、HGF等生长因子浓度均有不同程度升高[15]。同时，ADSCs也同样可以分泌多种生长因子[16]。这些生长因子的表达上调，可促进血管再生，改善局部血供[17]，促进纤维母细胞、上皮细胞的分裂、增殖和分化，促进细胞外基质合成和胶原生成，这些对于肉芽组织基质形成、创面再上皮化及瘢痕组织的形成将产生重要的作用[18];②提供纤维蛋白支架。PRF作用于局部糖尿病创面后，血小板、白细胞和ADSCs均被支架内基质蛋白粘附，从而渐进地释放各种生长因子，呈递给靶细胞，这不仅可防止生长因子等活性物质在创面大量流失，还可延长PRF在局部的效应时间，使组织拥有相对持久的生长因子来源[19];③释放抗菌活性物质。研究发现，血小板浓缩制剂对葡萄球菌、链球菌、大肠杆菌以及念珠菌和新隐球菌等皮肤溃疡的常见病原菌具有抗菌作用[20]，这主要与血小板活化后α颗粒内释放的抗菌肽等密切相关[21]。此外，血小板活化后还可释放趋化因子、免疫球蛋白、组胺和腺苷等抗菌活性物质，这些物质可能通过a.诱导血小板聚集，直接抑制或杀灭病原体;b.趋化和激活白细胞间接发挥抗微生物效应，从这两个方面发挥抗微生物作用[20]。

总之，PRF和ADSCs可以在创面愈合的各个阶段发挥作用，可以作为创面修复的一条新的途径。但是，其对于糖尿病创面治疗的疗效和安全性仍需要更多的研究加以证实。此外，现有的研究也并不足以完全阐明PRF和ADSCs对于创面修复的作用机制。因此，仍需要进行更深入的探索及研究。希望最终可以将PRF联合ADSCs修复创面的方法应用于临床，为创面不愈的患者提供一种安全、有效、经济、便捷的治疗手段。

[参考文献]

[1]Choukroun J，Diss A，Simonpieri A，et al.Platelet-rich fibrin （PRF）： a second-generation platelet concentrate. Part Ⅳ： clinical effects on tissue healing[J].Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod，2006，101（3）：e56-60.

[2]Mahajan M，Gupta MK，Bande C，et al.Comparative evaluation of healing pattern after surgical excision of oral mucosal lesions by using Platelet-Rich Fibrin （PRF） membrane and collagen membrane as grafting materials-A randomized clinical trial[J].J Oral Maxillofac Surg，2018，76（7）：1469.e1-1469.e9.

[3]Liang ZJ，Lu X，Li DQ，et al.Precise intradermal injection of nanofat-derived stromal cells combined with platelet-rich fibrin improves the efficacy of facial skin rejuvenation[J].Cell Physiol Biochem，2018，47（1）：316-329.

[4]Lundquist R，Holmstr?m K，Clausen C，et al.Characteristics of an autologous leukocyte and platelet-rich fibrin patch intended for the treatment of recalcitrant wounds[J].Wound Repair Regen，2013，21（1）：66-76.

[5]Chignon-Sicard B，Georgiou CA，Fontas E，et al.Efficacy of leukocyte- and platelet-rich fibrin in wound healing： a randomized controlled clinical trial[J].Plast Reconstr Surg，2012，130（6）：819e-829e.

[6]Ding Y，Cui L，Zhao Q，et al.Platelet-rich fibrin accelerates skin wound healing in diabetic mice[J].Ann Plast Surg，2017，79（3）：e15-e19.

[7]Crisci A，Marotta G，Licito A，et al.Use of Leukocyte Platelet （L-PRF） Rich Fibrin in diabetic foot ulcer with osteomyelitis （three clinical cases report）[J].Diseases，2018，6（2）. pii：E30.doi：10.3390/diseases6020030.

[8]Romagnoli C，Brandi ML.Adipose mesenchymal stem cells in the field of bone tissue engineering[J].World J Stem Cells，2014，6（2）：144-152.

[9]Thom SR，Hampton M，Troiano MA，et al.Measurements of CD34+/CD45- dim stem cells predict healing of diabetic neuropathic wounds[J].Diabetes，2016，65（2）：486-497.

[10]Wu SC，Driver VR，Wrobel JS，et al.Foot ulcers in the diabetic patient， prevention and treatment[J].Vasc Health Risk Manag，2007，3（1）：65-76.

[11]Vahabi S，Vaziri S，Torshabi M，et al.Effects of plasma rich in growth factors and platelet-rich fibrin on proliferation and viability of human gingival fibroblasts[J].J Dent（Tehran），2015，12（7）：504-512.

[12]王秀，張正文，谢锋.富血小板纤维蛋白联合自体软骨颗粒修复兔耳软骨缺损[J].中国美容医学，2017，26（12）：56-60.

[13]Schiavone G，Paradisi A，Ricci F，et al.Injectable Platelet-， Leukocyte-， and Fibrin-Rich Plasma （iL-PRF） in the management of androgenetic alopecia[J].Dermatol Surg，2018，44（9）：1183-1190.

[14]Hsiao ST，Lokmic Z，Peshavariya H，et al.Hypoxic conditioning enhances the angiogenic paracrine activity of human adipose-derived stem cells[J].Stem Cells Dev，2013，22（10）：1614-1623.

[15]Vogrin M，Rupreht M，Dinevski D，et al.Effects of a platelet gel on early graft revascularization after anterior cruciate ligament reconstruction： a prospective， randomized， double-blind， clinical trial[J].Eur Surg Res，2010，45（2）：77-85.

[16]Moon KM，Park YH，Lee JS，et al.The effect of secretory factors of adipose-derived stem cells on human keratinocytes[J].Int J Mol Sci，2012，13（1）：1239-1257.

[17]Zografou A，Tsigris C，Papadopoulos O，et al.Improvement of skin-graft survival after autologous transplantation of adipose-derived stem cells in rats[J].J Plast Reconstr Aesthet Surg，2011，64（12）：1647-1656.

[18]Lee SH，Jin SY，Song JS，et al.Paracrine effects of adipose-derived stem cells on keratinocytes and dermal fibroblasts[J].Ann Dermatol，2012，24（2）：136-143.

[19]Anitua E，Sanchez M，Nurden AT，et al.Autologous fibrin matrices： a potential source of biological mediators that modulate tendon cell activities[J].J Biomed Mater Res A，2006，77（2）：285-293.

[20]Klinger MH，Jelkmann W.Role of blood platelets in infection and inflammation[J].J Interferon Cytokine Res，2002，22（9）：913-922.

[21]El-Sharkawy H，Kantarci A，Deady J，et al.Platelet-rich plasma： growth factors and pro- and anti-inflammatory properties[J].J Periodontol，2007，78（4）：661-669.