三种吸氧装置在临床使用中微生物污染情况的研究

欧阳倩 陈华丽 黎婉斌 邝静霞 周林丽 何达秋 邓子德

中山大学附属第三医院感染管理科，广东广州 510630

氧疗是临床上常使用的治疗手段之一[1-2]，因氧气源的相对湿度仅为3%左右[3]，输送至患者终端前需要进行湿化。常用的方式包括传统复用型吸氧装置采用的入水湿化，零感OT-MI型等一次性吸氧装置采用的表面湿化。有文献显示，实验室条件下，入水湿化时产生的大量气溶胶能传输湿源物质中可能污染的细菌并使吸氧管内有细菌存在[4]；而表面湿化不传输细菌[5]。对于使用时间超过一周的吸氧装置的湿化液和吸氧管路的污染情况鲜有临床研究报道。为了保证患者的氧疗安全，笔者对我院临床使用的零感OT-MI型一次性吸氧装置的微生物污染情况进行研究，并与目前可选用的传统吸氧装置及另一品牌的某一体式湿化吸氧装置进行比较，现报道如下。

1 资料与方法

1.1 研究分组

将2018年6～10月在某三甲医院联盟医院内科、康复科住院患者随机分为三组，其中一组使用零感OT-MI型一次性吸氧装置（医疗器械注册证编号：京械注准20142560086）、另外两组使用某经辐照灭菌纯化水为湿化液的一次性吸氧装置（苏械注准20172560151）和传统可复用的吸氧装置作为标准对照。一次性吸氧装置按照说明书使用。传统吸氧装置的湿化瓶送供应室清洗、高水平消毒及干燥后使用，每3天更换；蒸馏水作为湿化液，每天更换。研究项目通过伦理审查，以确保使用者的安全。

1.2 研究对象

使用时，护士于患者入院开启装置时填写调查表，记录患者基本信息、吸氧方式、流量、起始时间、间歇时间等内容，患者准备出院时结束填写。若吸氧装置从开启到停用的时间满足≥7d且≤14d时，符合研究要求，电话通知院感科采样。

1.3 研究方法

每套吸氧装置分别采集湿化液、湿化装置进气口内表面、近湿化瓶的吸氧管路端、近患者的吸氧管路端4个样本。每组分别采集60套吸氧装置。共采集180套吸氧装置，720个样本。采样时，用75%的酒精消毒外表面后：（1）从出气口挤压（一次性吸氧装置）或用无菌注射器抽取（传统吸氧装置）2mL湿化液置于无菌试管内；（2）用采样液肉汤湿润的拭子伸入进气口内表面旋转擦拭3周，剪去接触部位置于无菌试管内；（3）用采样液肉汤湿润的拭子伸入吸氧管路蓝色接头内2cm旋转擦拭3周，置于无菌试管内；（4）用无菌剪剪去吸氧管路蓝色接头端5cm和患者吸氧管路端3cm，抽取采样液肉汤20mL从蓝色接头断端打入，用无菌采样瓶从患者断端盛接。标本送检验科微生物室进行细菌学培养。采用2002版《消毒技术规范》中的倾注法：接种于普通营养琼脂平板，置37℃恒温箱培养48h，进行菌落计数。湿化液菌落数检测合格标准参考国家生活饮用水标准GB5749-2006，细菌总数≤100cfu/mL进行判断。

1.4 统计学方法

使用SPSS20.0进行数据分析，检验水准α=0.05。样本定量资料不符合正态分布，使用中位数（P50）反映平均水平，四分位数间距（P75-P25）反映离散程度，使用Kruskal-Wallis H秩和检验进行组间比较。样本定性资料计算率，使用R×C列联表的χ2检验比较组间差异，再使用Bonferroni方法调整检验水准后进行两两比较，调整检验水准为组数，即三组组间比较使用Logistic回归分析吸氧装置各部位培养阳性的可能危险因素。

2 结果

2.1 吸氧装置使用情况

零感组、传统组和某吸氧装置组从启用到停用的平均时间分别为9.000、7.870和8.275d（H=3.374，P＞0.05），吸氧装置的使用次数（每次吸氧间歇期前后各为使用了一次）为12.500、12.500和8.000次（H=1.770，P＞0.05），差异均无统计学意义。三组吸氧装置的使用基本情况均衡可比。见表1。

表1 吸氧装置使用基本情况

2.2 吸氧装置微生物检出情况

2.2.1 总的微生物检出情况 同一套吸氧装置四个部位采集的样本，只要有一个部位检出微生物，即认为该套吸氧装置总的微生物检出情况为阳性。零感组总的阳性率最低，为13.333%，传统组和某吸氧装置组为73.333%和66.666%，三组间差异有统计学意义（χ2=51.937，P＜0.05）。组间两两比较，传统组较零感组增加4.500倍（χ2=43.982，P＜0.017），某吸氧装置组较零感组增加4.000倍（χ2=35.556，P＜0.017），差异均有统计学意义。

2.2.2 湿化液微生物检出情况 零感组湿化液60个样本中有4个检出微生物，检出阳性率为6.667%，传统组和某吸氧装置组为63.333%和33.333%，三组间差异有统计学意义（χ2=42.712，P＜0.05）；组间两两比较，传统组较零感组增加8.499倍（χ2=42.344，P＜0.017），某吸氧装置组较零感组增加 4.000倍（χ2=13.333，P＜0.017），差异均有统计学意义。

湿化液菌落数合格率方面，零感组为100.000%、传统组为53.333%、某吸氧装置组为96.667%，三组间差异有统计学意义（χ2=58.560，P＜0.05）；组间两两比较，零感组较传统组增加87.501%，差异有统计学意义（χ2=36.522，P＜0.017），零感组和某吸氧装置组间差异无统计学意义（χ2=0.508，P＞0.017）。

湿化液中的菌落中位数，零感组和某吸氧装置组为0.00cfu/mL、传统组为75.00cfu/mL，三组间差异有统计学意义（H=54.527，P＜0.05）；组间两两比较，零感组和传统组（P＜0.05）、零感组和某吸氧装置组（P＜0.05），差异均有统计学意义。见表2～3。

2.2.3 湿化瓶进气口内表面微生物检出情况 三组吸氧装置进气口内表面的菌落中位数及四分位间距均为 0.00（0.00，0.00）cfu/cm2。

2.2.4 近湿化瓶的吸氧管路端微生物检出情况 零感组均未检出微生物，检出率阳性为0.000%，传统组和某吸氧装置组分别有6和22个样本检出微生物，检出阳性率为10.000%和36.667%，三组间差异有统计学意义（χ2=32.820，P＜0.05）；组间两两比较，零感组和某吸氧装置组的差异有统计学意义（χ2=26.939，P＜0.017），零感组和传统组的差异无统计学意义（χ2=4.386，P＞ 0.017）。

表2 吸氧装置湿化液微生物检出率和合格率比较

表3 吸氧装置湿化液菌落数比较（cfu/mL）

微生物菌落中位数及四分位数方面，零感组和传统组均为 0.00（0.00，0.00）cfu/cm2，某吸氧装置组为 0.00（0.00，10.00）cfu/cm2，三组间差异有统计学意义（H=32.770，P＜0.05）；组间两两比较，零感组和某吸氧装置组差异有统计学意义（P＜0.05），零感组和传统组差异无统计学意义（P＞0.05）。

2.2.5 近患者的吸氧管路端微生物检出情况 零感组60个样本中有4个检出微生物，阳性率为6.667%，为三组中最低，传统组和某吸氧装置组分别为20.000%和13.330%，但三者的差异无统计学意义（χ2=4.615，P＞0.05）。三组吸氧装置菌落中位数及四分位数均为 0.00（0.00，0.00）cfu/cm2，差异无统计学意义（H=5.422，P＞0.05）。

2.3 吸氧装置微生物污染的可能危险因素

Logistic回归分析显示，传统组吸氧装置每天累计使用时间增加1h，湿化液微生物检出率增加0.078倍 [P＜0.05，EXP（B）=1.078，95% EXP（B）=1.000～1.162]，近患者端吸氧管路微生物的检出率增加 0.129倍 [P＜0.05，EXP（B）=1.129，95%EXP（B）=1.043～1.222]。从开启到停用时间、使用次数、平均间歇时间对三组吸氧装置的湿化液、近湿化瓶端吸氧管路的微生物检出率影响无统计学意义（P＞0.05）。湿化液菌落数对三组吸氧装置近患者端吸氧管路菌落数的影响无统计学意义，近患者端吸氧管菌落数对湿化液菌落数的影响也无统计学意义（P＞0.05）。见表4～5。

表4 吸氧装置湿化液微生物检出率单因素分析

表5 吸氧装置近患者端吸氧管路微生物检出率单因素分析

3 讨论

目前临床上传统的复用型吸氧装置使用的湿化液为蒸馏水或灭菌注射用水，不具备杀菌和抑菌作用，在潮湿温暖的环境中易造成细菌繁殖：有研究显示，使用中和备用中的湿化液的合格率（细菌总数≤100cfu/mL）为57.14%和46.88%，细菌总数为20～25 000cfu/mL和40～45 000cfu/mL[7]。湿化液中细菌含量随时间延长而成倍增长，至第7天时可达4612.9cfu/mL，湿化瓶使用24h细菌检出率为56.7%，48h为100%[8]。本研究结果与上述报道类似，在传统吸氧装置的湿化瓶每3天更换、湿化液每天更换的临床使用条件下，湿化液的合格率为53.33%，菌落总数为1～105cfu/mL，平均为75cfu/mL，污染较为严重。而零感OT-MI型吸氧装置的湿化液经过工艺处理，增添了抑菌物质，即使有细微的污染也能抑制其生长繁殖[9]。本研究显示，平均使用9d零感OT-MI型吸氧装置的湿化液微生物合格率达100%，菌落数为0cfu/mL。

湿化时，高速氧气流进入液态水中剧烈碰撞产生大量气溶胶，可将湿源物质中污染的微生物携带传递至肺泡[10]。气溶胶的数量和微生物的大小是决定供氧终端微生物数量多少的重要因素。有研究显示，零感OT-MI型吸氧装置采用表面湿化的气溶胶微粒极少，而传统吸氧装置采用入水湿化的气溶胶可增加102～103倍，两者差异有统计学意义[11]。入水湿化的气溶胶微粒以0.3～1μm为主[12]，在实验室人为添加污染菌条件下，可将金黄色葡萄球菌（0.5～1.5μm）和大肠埃希菌（0.5～3μm）携带黏附于吸氧管路近、中、远段内壁上[13-14]。本研究临床实际使用的结果显示，零感OT-MI型吸氧装置近端氧管未检出微生物，远端检出率很低，且菌落数极少（中位数为0.00cfu/cm2），其抗污染性能具有优越性。

本研究显示，传统吸氧装置氧管近端和远端的检出阳性率和菌落数虽然比零感组高，但差异无统计学意义。这可能与传统吸氧装置临床实际使用中湿化液的污染菌的种类有关。有报道，对临床使用的湿化液进行细菌培养和菌种鉴定，检出的病原菌均为机会致病菌和条件致病菌，主要为伯克霍尔德菌属（31.58%）、铜绿假单胞菌（15.79%）、木糖氧化产碱菌（10.53%）、真菌等[7，15]。可能由于其粒径较大，未被湿化液产生的气溶胶携带至终端。实验室研究也显示，浓度为5×105/mL和2.5×106/mL，粒径＞2.5μm的白色假丝酵母菌经过入水湿化，在传统吸氧装置终端均检测不到[9]。本研究因为条件限制，只进行了菌落计数，未行菌种鉴定，以后可进一步完善。在三组吸氧装置湿化液微生物检出率均呈阳性情况下，近湿化瓶吸氧管路端（出气口）零感组检出率0%，表明符合张晓东等[5]研究结果：零感组未携带感染性气溶胶进入管路。

间歇吸氧期间，反复的拿取、连接等操作过程，可能会增加吸氧装置微生物污染的风险，尤其是在医护人员手卫生和无菌操作意识欠缺时[16]。而患者呼吸道内的微生物，也可能通过吸氧管路逆行污染吸氧装置[17]。本研究对各吸氧装置组可能造成污染的危险因素探索分析，发现传统吸氧装置每天累计使用时间的延长会增加湿化液和近患者端氧管内的菌落数，这与张晓东等[13]研究结果一致，通气时间的延长，入水湿化终端氧气中的病原菌数计数增加。但暂未发现从开启到停用的时间、使用次数、平均间歇时间的升高会增加吸氧装置各部位的菌落计数，近患者端管路内的菌落数对湿化液的菌落数也无影响。