耐盐和盐敏感型小麦品种对NaCl胁迫的生理响应及耐盐性差异

豆昕桐,王英杰,王华忠,岳洁瑜

天津师范大学, 天津市动植物抗性重点实验室,天津 300387

土壤盐碱化已经成为全球主要的环境压力,导致作物产量和质量下降,农田退化和耕地流失, 据联合国环境规划署估计,世界上约9%—34%的灌溉土地受到盐碱化的不利影响。据估计,到2050年,全球50%以上的耕地可能盐碱化,此外,由于绿洲扩张和大面积土地复垦等类活动的作用,大约3200万hm2的旱地和6000万hm2的灌溉地受到人为土壤盐碱化的影响,表层土壤盐碱化已经导致了严重的环境退化,对社会和经济产生了重大的影响[1-2]。盐胁迫对植物生长发育造成危害体现在植物根系渗透势降低和离子过剩造成的水分亏缺,最终导致细胞稳态失衡和细胞死亡,此过程伴随植物体内活性氧(reactive oxygen, ROS)应急累积,从而影响植物的生理机能和正常的生长发育[3-4]。为了适应盐渍化的生活环境,植物会激活渗透作用、光合作用和呼吸代谢、激素分布、离子分布、活性氧清除等多种生理生化机制, 以应对盐胁迫。

不同植物耐盐能力取决于其遗传和生理生化特性以及盐处理浓度和时间。有研究表明植物耐盐性与植株对K+、Ca2+和Na+的选择性运输能力以及 K+/Na+和Ca2+/Na+的保持能力有关,同时植物对土壤中矿质元素的吸收和运转,进而影响光合作用,导致PSⅡ 的活性降低[5-7]。植物在进化中形成了一系列应对NaCl胁迫效应的抗氧化酶系统。植物体内的主要抗氧化酶包括过氧化氢酶(catalase, CAT)、过氧化物酶(peroxidase, POD)等,这些酶可以清除ROS,减轻ROS过量累积对细胞膜的伤害, 进而减缓NaCl胁迫对植物的伤害[8]。陈琳等研究两种芦苇对盐胁迫的生理生态响应差异中,发现潮滩芦苇比河滩芦苇根系具有更高的排 Na+能力,且抗氧化酶活性较高,表明潮滩芦苇耐盐性更高[9]。赖弟利等人研究不同浓度NaCl胁迫下,燕麦幼苗耐盐性与生理生化指标的相关性,发现叶绿素含量、过氧化物酶活性与燕麦幼苗耐盐性呈正相关,丙二醛(malondialdehyde, MDA)含量与幼苗耐盐性呈负相关[10]。García等发现盐胁迫下耐盐性不同的洋葱叶片和根中的超氧化物歧化酶(superoxide dismutase, SOD)、CAT、谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase, GR)等抗氧化酶活性不同,耐盐性较强的洋葱中抗氧化酶活性较高[11]。研究不同植物对盐胁迫的抗逆机理能为有效利用盐渍化土地提供理论支持。

目前关于小麦耐盐性研究已取得了一些进展。Loutfy等研究结果表明盐分降低了小麦叶片相对含水量、光合色素含量,除Na+显著增加外,Ca2+、Mg2+都有所降低[12]。冯巩俐等通过测定不同浓度盐处理下‘陇春27号’和‘陇春30号’小麦幼苗的光合色素含量及光合作用参数,证明不同NaCl浓度对小麦影响不同,低浓度盐可通过提高两种小麦幼苗的光合特性促进其生长,而高浓度盐对两种小麦都有一定影响,陇春30号盐适应能力强,耐盐性更高[13]。Zeeshan等利用耐盐性进行了温室水培试验,结果表明盐处理后不同品种小麦根系和叶片中SOD、POD、CAT、GR等抗氧化酶活性随盐处理时间的延长发生显著变化[1]。尽管小麦耐盐性已取得前述一些进展,但对于小麦苗期内生理响应及不同小麦品种耐盐性差异的相关综合研究还较少。而且不同小麦品种对盐胁迫的响应机制不同,解析不同品种小麦的耐盐生理机制,对指导不同地区的小麦品种选择有一定的现实意义。本研究以前期筛选的两个对盐胁迫敏感性不同的小麦品种(耐盐的济麦22和盐敏感的河农6425)为材料,通过比较不同浓度NaCl胁迫下,两个品种小麦幼苗生长、活性氧含量,Na+、K+、Ca2+含量、叶绿体荧光参数、丙二醛,抗氧化酶活力的变化及差异,探究两个品种耐盐性不同的生理机制,旨在解析小麦响应盐胁迫的生理机制,阐明不同品种耐盐性的生理差异,为耐盐小麦的选育提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料

供试的小麦品种为济麦22和河农6425。济麦22为耐盐品种,该品种属半冬性中晚熟品种,生育期231 d,高产、多抗的优质中筋的小麦。河农6425为盐敏感品种,该品种属冬性中早熟品种,生育期249 d,抗倒性较强。

1.2 方法

1.2.1小麦幼苗培养与NaCl处理

选取健康无损伤、饱满的种子,浸种48 h 后催芽。选取芽长一致的种子放置于铺有两层纱布的培养盆中,使纱布始终保持湿润室温下培养,间隔12 h换一次水,小麦生长至一叶一心期时将蒸馏水换成1/10 Hoagland营养液继续培养,待小麦生长到两叶一心期时,从中选取生长一致的小麦幼苗平均分组,每组45颗苗,进行盐胁迫处理,NaCl 胁迫的终浓度分别为0、50、100、200 mmol/L,每处理重复3次。为避免盐激效应,处理第一天开始每天分别以25 mmol/L的NaCl浓度梯度逐天递增,直至达到设计的盐浓度。实验期间每天补充蒸馏水至刻度处,每3 d更换一次营养液,在胁迫第0、1、3、6、9、12 d分别剪取小麦叶片和根部新鲜样本立即进行各项指标的测定。

1.2.2小麦幼苗形态观察及生长参数测定

在NaCl处理小麦幼苗期间,每天观察两个品种小麦幼苗生长状况,两个品种小麦幼苗在不同NaCl胁迫下有明显差异时,用直尺测量株高、叶长、最长根长等生长指标,并用株高、叶长、最长根长计算耐盐指数后用数码相机拍照。

1.2.3Na+、K+、Ca2+含量的测定

NaCl胁迫处理小麦幼苗9 d后,分别收获对照组和实验组小麦幼苗的地上(茎和叶片)和地下部分(根),先后用自来水、蒸馏水、去离子水冲洗干净,晾干表面水分,至于烘箱中108℃杀青15 min后80℃烘干至恒重,分别称量干重后研磨至粉末状态。粉末用浓硝酸微波消解后,用电感耦合等离子发射光谱法(ICP—AES)(Leeman Labs INC,New Hampshire,USA)测定Na+、K+、Ca2+在小麦幼苗地上部分和地下部分器官中的积累量。每个样品重复测3次。

1.2.4叶绿体荧光参数的测定

利用双通道调制叶绿素荧光仪(Dual—PAM—100,上海泽泉科技股份有限公司)测定小麦幼苗第二叶的叶绿体荧光参数,每个处理测量至少4株。叶片暗适应20 min后,测量小麦叶片PSⅡ 最大光化学效率(Fv/Fm),PSⅡ 潜在光化学效率(Fv/Fo),PSⅡ 实际光化学量子效率(YⅡ),光化学猝灭系数(qP),光照强度为1000 μmol m-2s-1。

1.2.5MDA含量的测定

小麦幼苗的MDA含量测定采用硫代巴比妥酸(thiobarbituric acid, TAB)法测定(试剂盒购自南京建成生物工程研究所),反应混合液通过酶标仪(Infinite M200 Pro)测定波长530 nm下各样品吸光值,计算得出MDA含量。

1.2.6H2O2含量的测定

小麦幼苗的H2O2含量采用硫酸钛比色法进行测定(试剂盒购自南京建成生物工程研究所),反应混合液在405 nm下通过紫外分光光度计(UVmini—1240)测定吸光值,计算得出H2O2活力。

1.2.7二氨基联苯胺(diaminobenzidine, DAB)染色

截取小麦的根部(带根尖),浸没于0.1 mg/mL的DAB染液中,25℃避光染色至各个处理样本有明显差异,用蒸馏水冲洗干净终止染色,之后保存于甘油保存液待用。截取小麦叶片,浸于DAB染液中,抽真空30 min后避光染色。染色后的叶片放到卡诺试剂中进行固定,再将叶片放入90% 酒精中水浴脱色至叶片呈无色,之后放入甘油保存液中待用。用体视显微镜(Nikon C—fled2)对染色后的根和叶进行观察拍照。

1.2.8氯化硝基四氮唑蓝(nitrotetrazolium blue chloride, NBT)染色

取小麦的根部(带根尖),浸没于0.5 mg/mL的NBT染液中,25℃避光染色至各个处理样本有明显差异,用蒸馏水冲洗干净终止染色,之后保存于甘油保存液待用。取小麦叶片,浸于DAB染液中,抽真空20 min后避光染色至两端切口处被染成蓝色。再放到卡诺试剂中进行固定,接着放入90% 酒精中水浴脱色至叶片呈无色,之后放入甘油保存液中待用。用体视显微镜(Nikon C—fled2)对染色后的根和叶进行观察拍照。

1.2.9POD活力测定

小麦幼苗的POD活力采用愈创木酚法进行测定(试剂盒购自南京建成生物工程研究所),反应混合液在420 nm下通过紫外分光光度计(UVmini—1240)测定吸光值,计算得出POD活力。

1.2.10CAT活力的测定

小麦幼苗的CAT活力测定采用 H2O2法进行测定(试剂盒购自上海优选生物科技有限公司),反应混合液在240 nm下通过紫外分光光度计(UVmini—1240)测定吸光值,计算得出CAT活力。

1.3 实验数据处理与统计分析

采用Excel 2016软件对实验数据进行处理并作图,SPSS 22.0软件进行统计分析,用LSD法进行多因素分析,检查数据间的显著性。全文数据表示为均值及标准误。

利用株高,叶长和最长根长等指标比较济麦22和河农6425的耐盐性,参考尚玥等[5]和肖宇等[14]研究不同小麦品种对盐胁迫的适应性差异所用的公式计算各指标耐盐指数、ΔK+/Na+和ΔCa2+/Na+。具体计算公式如下：

耐盐指数=(处理组性状增加值/对照组性状增加值)×100%

ΔK+/Na+= (K+/Na+) 0 mmol/L NaCl-(K+/Na+) 200 mmol/L NaCl

ΔCa2+/Na+= (Ca2+/Na+) 0 mmol/L NaCl-(Ca2+/Na+) 200 mmol/L NaCl

2 结果与分析

2.1 不同浓度NaCl处理对小麦幼苗生长的影响

与对照组相比,NaCl处理后的小麦株高、叶长和最长根长均变短(图1—2), 且随着NaCl处理浓度的增加,对小麦幼苗的抑制效果越明显。相同情况下,济麦22的生长情况较河农6425好。200 mmol/L NaCl处理第9 d时,河农6425趋近于死亡,而济麦22生长较好。

图1 不同浓度NaCl胁迫9 d后小麦幼苗的生长情况Fig.1 Growth of wheat seedlings under NaCl stress at different concentrations for 9 days

耐盐指数是对盐处理和对照组的综合分析指标[14]。50、100、200 mmol/L 的NaCl胁迫小麦幼苗9 d时,济麦22的株高耐盐指数分别为64.73%、35.27%、17.09%；河农6425的株高耐盐指数分别为67.51%、24.93%、6.44%,济麦22的叶长耐盐指数分别为69.04%、8.63%、4.06%；河农6425的叶长耐盐指数分别为66.67%、6.17%、2.88%,济麦22的最长根长耐盐指数分别为171.51%、128.49%、85.47%；河农6425的最长根长耐盐指数分别为131.46%、61.80%、21.35%。随着盐浓度的升高,耐盐指数均降低。济麦22的耐盐指数较河农6425更高,说明济麦22的耐盐性强于河农6425。

图2 不同浓度NaCl胁迫小麦幼苗株高、叶长和最长根长的生长情况Fig.2 Plant height, leaf length and longest root length of wheat seedlings under NaCl stress at different concentrations不同小写字母表示不同处理间差异显著(P<0.05)

2.2 不同浓度NaCl处理对Na+、K+、Ca2+含量的影响

如图3所示,在盐胁迫第9天随着NaCl胁迫浓度的升高,小麦地上和地下部分的K+含量均逐渐下降。当NaCl浓度为200 mmol/L时,小麦地上和地下部分K+含量下降幅度均最大。济麦22地上部分K+含量比对照下降了42.3%,地下部分K+含量比对照下降了76.3%；河农6425地上部分K+含量比对照下降了46.0%,地下部分K+含量比对照下降了74.8%。对照组与不同浓度NaCl处理组间差异显著,不同品种之间差异也显著。

图3 不同浓度NaCl胁迫9 d后小麦不同部位的离子含量及K+ /Na+、Ca2+ /Na+Fig.3 The content of ions, K+ /Na+ and Ca2+ /Na+ in different parts of wheat under different NaCl concentrations for 9 days

Ca2+参与调控小麦的生长发育以及耐盐反应,可维持细胞壁、细胞膜以及膜结合蛋白的稳定性[15]。如图3所示,盐胁迫第9天,小麦体内Ca2+含量随着NaCl胁迫浓度的升高逐渐下降,200 mmol/L NaCl处理下的小麦体内Ca2+含量下降幅度最大。与对照相比,济麦22地上部分下降了70.2%,地下部分下降了57.3%；河农6425地上部分下降了77.4%,地下部分下降了60.0%。小麦地上部分及地下部分与对照组均呈显著差异。

小麦体内Na+含量随着NaCl胁迫浓度的升高,逐渐上升(图3),200 mmol/L NaCl处理下的小麦体内Na+含量上升幅度最大。济麦22地上部分Na+含量是对照组的71.2倍,地下部分Na+含量为对照组的22.88倍；河农6425地上部分Na+含量是对照组的72.38倍,地下部分Na+含量是对照组的10.78倍。处理组与对照组之间差异显著。济麦22地上部分及地下部分的K+/Na+及Ca2+/Na+均大于河农6425(图3),小麦耐盐性的差异可以通过K+/Na+的变化程度值的大小来体现[5]。如图3所示,济麦22在不同浓度NaCl胁迫9 d后地上部分和地下部分ΔK+/Na+的值分别为105.03、0.24；ΔCa2+/Na+分别为17.95、4.11。河农6425在不同浓度NaCl胁迫9 d后地上部分和地下部分ΔK+/Na+的值分别为0.66、0.17；ΔCa2+/Na+分别为15.58、1.24。济麦22地上部分和地下部分ΔK+/Na+及ΔCa2+/Na+的值均高于河农6425。

2.3 不同浓度NaCl处理下小麦叶绿体荧光参数变化

如图4所示,与对照相比,不同浓度NaCl胁迫下,济麦22和河农6425两个品种小麦的Fv/Fm均随处理天数的增加呈现先增加后降低的趋势。具体表现为NaCl胁迫3 d内,两个品种小麦不同NaCl处理组间无显著差异,NaCl处理3 d后,两个品种处理组小麦的Fv/Fm与对照组间差异显著。200 mmol/L 的NaCl处理12 d时,济麦22和河农6425的Fv/Fm分别降至0.727和0.382,差异极显著。NaCl浓度低于100 mmol/L,两个品种Fv/Fo的变化趋势呈先升高后降低趋势,其中济麦22的Fv/Fo在6 d后开始下降,河农6425的Fv/Fo在3 d后开始下降。NaCl 浓度为200 mmol/L时,两个品种的Fv/Fo一直呈降低趋势,但济麦22的Fv/Fo比河农6425降低程度小。对照组中济麦22和河农6425小麦Fv/Fo分别为3.299和3.492,而200 mmol/L NaCl处理12 d时,济麦22和河农6425两个品种Fv/Fo分别降至2.747和0.547,处理组与对照组间差异极显著。NaCl处理下,济麦22和河农6425 YⅡ 值变化趋势不同。NaCl浓度≤100 mmol/L时,济麦22的YⅡ 值呈降低—升高—降低的趋势,NaCl浓度为200 mmol/L时,YⅡ 值的下降速率与处理天数呈正相关；而河农6425的YⅡ 值一直呈下降趋势,下降速率与NaCl处理天数呈正相关,处理组与对照组之间差异显著。qP值变化趋势与YⅡ 值相似,均随着NaCl浓度的升高和处理时间的延长,呈降低趋势。济麦22的qP下降幅度低于河农6425。

图4 不同浓度NaCl胁迫对小麦叶绿体荧光参数的影响Fig.4 Effects of different concentrations of NaCl stress on chloroplast fluorescence parameters in wheat

2.4 不同浓度NaCl处理下MDA含量的变化

如图5所示,NaCl胁迫下小麦幼苗叶片的MDA含量随处理浓度和处理时间的升高和延长持续增加,但济麦22的MDA比河农6425增长的幅度低。不同浓度的NaCl胁迫12 d时,济麦22叶片MDA含量分别比对照增加了41.34%、74.43%、99.36%,河农6425小麦叶片的MDA含量分别比对照增加了71.74%、115.18%、163.08%。

如图5所示,NaCl浓度≤100 mmol/L,济麦22根部MDA含量呈现升高—降低—升高的趋势。NaCl浓度为200 mmol/L时,济麦22根部MDA含量呈现先上升再下降的趋势。而NaCl浓度≤50 mmol/L,河农6425根部MDA含量呈现升高的趋势。NaCl浓度为≥100 mmol/L时,河农6425根部MDA含量呈现先上升再下降的趋势。具体表现为不同浓度NaCl胁迫1 d时,济麦22与河农6425小麦幼苗根部MDA含量增加。NaCl浓度为200 mmol/L胁迫1 d时,处理组济麦22根MDA含量比对照增加了46.64%,河农6425 根MDA含量比对照增加了65.09%；50 mmol/L 和100 mmol/L NaCl胁迫12 d时,济麦22根MDA含量分别比对照增加了30.87%、62.79%；200 mmol/L NaCl胁迫12 d时,济麦22根MDA含量比对照降低了40.25%；50 mmol/L NaCl胁迫12 d时,河农6425的MDA含量比对照增加了36.59%；100 mmol/L和200 mmol/L NaCl胁迫12 d时,河农6425的MDA含量分别比对照降低了20.74%、74.93%。

图5 不同浓度NaCl胁迫对小麦丙二醛的影响Fig.5 Effects of different concentrations of NaCl stress on malondialdehyde in wheat

2.5 不同浓度NaCl处理下小麦H2O2含量的变化

随着NaCl浓度的升高和NaCl处理时间的延长,济麦22和河农6425小麦幼苗叶片的H2O2含量均呈上升趋势(图6)。与对照组相比,不同浓度的NaCl胁迫12 d时,济麦22叶片中H2O2含量分别增加了37.7%、67.0%、105.9%；河农6425小麦叶片中H2O2含量分别增加了44.4%、88.5%、140.5%。济麦22和河农6425小麦根部H2O2含量的变化趋势大致相同,均是先增加后减少再增加(图6)。济麦22和河农6425小麦根部H2O2含量在NaCl胁迫0—3 d内持续增加,当NaCl胁迫到第3 d时,济麦22根部H2O2含量分别比对照增长了31.5%、52.3%、84.6%；河农6425根部H2O2含量分别比对照增长了46.7%、74.0%、122.7%。NaCl胁迫3—6 d内呈降低趋势,6 d后又迅速增加。NaCl胁迫到第12 d,济麦22根部H2O2含量分别比对照增长了46.9%、88.2%、131.7%；河农6425小麦根部中H2O2含量分别比对照增长了68.5%、169.7%、267.6%。两种小麦品种叶片及根部在同一时间段内的不同处理及两个品种之间差异均显著。

图6 不同浓度NaCl胁迫对小麦过氧化氢的影响Fig.6 Effects of different concentrations of NaCl stress on hydrogen peroxide in wheat

2.6 DAB及NBT染色检测不同浓度NaCl处理下小麦活性氧的累积

分别用DAB和NBT染色检测NaCl胁迫下,济麦22和河农6425小麦幼苗叶片(图7)和根部(图8)中的活性氧变化。黄褐色越深则表示H2O2积累量越大。叶片H2O2积累量随NaCl胁迫处理时间延长而增加,表现为DAB染色着色点增加,着色斑点由小变大至最后整片叶片都积累大量的H2O2。两个品种小麦的根部H2O2含量变化趋势相同,但积累量有明显差异(图8),积累区域从根尖分生区向上延伸。NaCl胁迫0—3 d内,小麦根部H2O2与对照没有明显差异,表明保护酶系统发生积极反应从而导致根尖过量的H2O2被消除,NaCl胁迫3 d后,H2O2开始大量积累,NaCl胁迫6 d后,H2O2累积量稍有下降,之后H2O2积累量与NaCl胁迫浓度和处理天数均呈正相关。河农6425叶和根中H2O2比济麦22积累的更快更多。DAB染色结果与H2O2定量测定结果一致。

图7 DAB染色不同浓度NaCl胁迫下小麦叶片Fig.7 DAB staining of wheat leaves under NaCl stress at different concentrations

图8 DAB染色不同浓度NaCl胁迫下小麦根部Fig.8 DAB staining of wheat roots under NaCl stress at different concentrations

图9 NBT染色不同浓度NaCl胁迫下小麦叶片Fig.9 NBT staining of wheat leaves under NaCl stress at different concentrations

图10 NBT染色不同浓度NaCl胁迫下小麦根部Fig.10 NBT staining of wheat roots under NaCl stress at different concentrations

2.7 不同浓度NaCl处理下小麦POD活力变化

如图11所示,NaCl胁迫下,济麦22和河农6425小麦叶POD活力变化趋势大致相同。NaCl胁迫1 d,济麦22叶片的POD活力降低,之后呈上升趋势。而河农6425在NaCl胁迫3 d内呈降低趋势,之后活力迅速上升。当不同浓度的NaCl胁迫12 d时,济麦22叶片POD活力分别比对照升高了30.8%、68.4%、108.4%；河农6425小麦叶POD活力分别比对照升高了22.9%、51.1%、74.2%。处理组济麦22小麦叶片POD与对照组间差异均显著。当NaCl浓度高于50 mmol/L,且胁迫时间大于1 d时,河农6425小麦叶POD与对照组之间差异才显著。

NaCl处理下,济麦22和河农6425小麦根部POD活力变化稍有不同(图11)。不同浓度NaCl胁迫处理1 d时,济麦22小麦根部POD活力升高；50 mmol/L NaCl胁迫处理1—6 d,小麦根部POD活力下降,6 d后缓慢上升；而100 mmol/L NaCl胁迫1—3 d,济麦22根部 POD活力降低,3 d后开始缓慢上升。200 mmol/L NaCl胁迫下,济麦22及河农6425小麦根部POD活力呈上升趋势。50 mmol/L NaCl胁迫3 d内,河农6425根部POD活力一直下降,胁迫6 d时开始升高。100 mmol/L NaCl胁迫3 d内,济麦22小麦根部POD活力降低,胁迫6 d时开始缓慢上升。不同浓度的NaCl胁迫12 d时,济麦22根部POD活力比对照分别升高了21.9%、56.7%、130.2%；河农6425小麦叶片内的POD活力分别比对照升高了15.0%、43.8%、82.3%。两个小麦品种的处理组根部POD活力与对照组间差异均显著。

图11 不同浓度NaCl胁迫对小麦过氧化物酶活力的影响Fig.11 Effects of different concentrations of NaCl stress on peroxidase activity in wheat

2.8 不同浓度NaCl处理下小麦CAT活力的变化

如图12所示,NaCl胁迫处理下,济麦22和河农6425小麦叶片内的CAT活力变化趋势相同。在NaCl处理6 d内,小麦叶片CAT活力呈上升趋势,9 d时开始降低。200 mmol/L NaCl胁迫12 d时,河农6425叶片的CAT活力低于对照。NaCl胁迫下,济麦22叶片CAT活力升高的幅度较河农6425的大,而下降的幅度又比河农6425的小。不同浓度NaCl处理下,两个品种小麦叶片CAT活力与对照组之间呈显著差异。

NaCl胁迫下,济麦22和河农6425小麦根部的CAT活力变化趋势不同(图12)。NaCl浓度≤100 mmol/L时,处理小麦幼苗6 d内,河农6425小麦根部内的CAT活力呈上升趋势,处理6 d后,小麦根部CAT活力延长开始降低。200 mmol/L NaCl胁迫3 d内,河农6425根部内的CAT活力呈上升趋势,处理3 d后,CAT活力达到最大值后,随着NaCl胁迫时间的延长又迅速降低。NaCl胁迫处理下,济麦22根部CAT活力升高的幅度较河农6425的大,而下降的幅度又比河农6425的小,河农6425的CAT活力始终低于济麦22。

图12 不同浓度NaCl胁迫对小麦过氧化氢酶活力的影响Fig.12 Effects of different concentrations of NaCl stress on catalase activity in wheat

3 讨论与结论

盐胁迫是植物生长过程中遭受逆境胁迫中最普遍的方式之一。盐胁迫诱导植物产生多种生理生化反应。盐累积到一定程度,会影响植物所有的代谢过程从而对植物产生毒害[16]。盐胁迫对植物的伤害效应表现在植物变矮、叶片黄化、根的生长受到抑制等方面。本研究表明不同浓度的NaCl胁迫短时间对小麦有一定的促进作用,但随着胁迫时间的增加,会抑制小麦幼苗的生长。

K+、Ca2+和Na+在植物生长过程中具有重要的生理功能,这些离子只有在保持相对平衡的状态下才能发挥正常的生理作用,它们之间的平衡被打破,将对生理作用产生不良影响[17]。NaCl胁迫导致细胞内渗透压升高,Na+在胞质中积累至中毒水平[18],高Na+会干扰K+和Ca2+的吸收,使K+和Ca2+降低。高等植物通过调节矿质离子的种类和数量来维持细胞中微环境的相对稳定。有些植物的耐盐机制是通过限制离子往地上部的积累而将离子隔离在根部以减少其毒性作用[19],或保持较高的 K+/Na+、 Ca2+/Na+及矿质离子平衡能力来适应盐渍环境[15]。本实验表明在NaCl胁迫下济麦22根部维持了较高的Na+浓度,限制了Na+向地上部分的运输。济麦22体内的K+/Na+、Ca2+/Na+比河农6425中的高,一般认为K+/Na+比值高的小麦品种耐盐力强[5]。研究表明耐盐作物济麦22在盐胁迫环境中地上部分中一般Na+较低,而K+和Ca2+较高,而根中Na+较高,盐敏感作物河农6425则相反,该实验结果与Majeed等人对耐盐程度不同小麦进行筛选的结果相一致[20]。在低浓度50 mmol/L的NaCl处理下,济麦22较河农6425吸收更多的无机离子(K+、Ca2+、Na+)(图3),适量的无机离子可作为渗透调节物质减缓盐胁迫引发的渗透胁迫。此外,低盐浓度还限制了Na+向地上部分的运输,促进了根系向地上部分运输K+的能力, 从而使得低浓度50 mmol/L NaCl胁迫短时间内对小麦的生长有一定的促进作用。

NaCl胁迫导致Na+大量积累,使得植物叶绿体和过氧化物酶体产生活性氧ROS,气孔调节被扰乱,叶片因光合效率降低而逐渐枯黄,植株生长受到抑制[21-23]。前人[24-27]研究NaCl胁迫对不同植物叶绿素荧光的影响,结果表现为 Fv/Fm、Fv/Fo、qP 和YⅡ 等叶绿体荧光参数的下降。Fv/Fm 代表 PSII 的原初光能转换效率,Fv/Fo 代表了 PSII 的潜在活性,Fv/Fm、Fv/Fo的下降在一定程度上能表明PSII受损, 植株受到光抑制,常作为衡量植物对逆境的响应指标之一；qP代表 PSII 反应中心开放部分的比例,可以反映光合电子传递链的电子传递速度,qP的降低说明从PSII 氧化侧向PSII 反应中心的电子传递受到抑制；YⅡ 的急剧下降则表明 ATP、NADPH 等同化力的形成受阻, 植物净光合速率下降,本实验得到相一致的研究结果。本实验通过对两种小麦在不同浓度NaCl胁迫下不同天数叶绿体荧光参数的测定结果表明,济麦22 叶片的Fv/Fm、Fv/Fo、qP 和YⅡ 值比河农6425降低幅度小。有意思的是低浓度50 mmol/L NaCl短时间处理期间,两个品种小麦叶片Fv/Fm、Fv/Fo都有一定程度的升高,可以促进PSII光化学反应效率,对小麦植株的生长有一定的促进作用。

MDA是脂质过氧化产物之一,它的含量与逆境条件密切相关,同时MDA含量通常作为植物耐盐性的稳定指标[28-29]。本研究结果显示两种小麦的MDA含量呈上升趋势,说明两种小麦植株在NaCl胁迫期间细胞膜遭受氧化胁迫, 但济麦22上升趋势比河农6425小,膜损伤程度较轻,该实验结果与李有芳等人及张超强等人研究结果相一致[30-31]。王婧泽等在研究在盐胁迫下玉米体内的MDA 含量随着盐浓度的增大呈先上升后降低的变化趋势,结果表明玉米处于盐胁迫下细胞损伤程度逐渐增大,MDA含量增多,但当玉米细胞膜质过氧化损伤较严重时,盐胁迫对玉米幼苗的损伤不可逆转,导致植物死亡,从而 MDA 含量降低[32]。本研究中济麦22根部在200 mmol/L NaCl胁迫下及河农6425根部在浓度高于100 mmol/L的NaCl胁迫下均呈下降趋势,可能是由于NaCl浓度过高导致植物根部死亡,所以MDA含量下降,与王婧泽等人研究结果相一致。同时在各种逆境胁迫环境中,植物体内活性氧迅速大量积累,从而使脂质过氧化产物增加,破坏了细胞膜的结构和功能,影响植物的正常生长,严重则导致植物死亡[33-34]。活性氧包括超氧自由基、羟自由基、H2O2和过氧化物自由基等[35-36]。本研究表明济麦22和河农6425的叶片及根部H2O2和活性氧含量均随着NaCl胁迫浓度的增加和胁迫时间的延长而增加。相同情况下,河农6425中H2O2和活性氧含量均高于济麦22,品种间差异显著。

在植物正常生理状态下,植物体内活性氧产生和清除间达动态平衡[37-38]。为清除NaCl胁迫产生的过氧化物,增加POD、CAT活性,以维持细胞正常生理活动[39-40]。本研究结果表明,随NaCl浓度增加,两个品种幼苗的 POD 活性随着NaCl胁迫浓度的增加和处理时间的延长呈上升的趋势,CAT 活性随胁迫浓度的增加而增加,但在处理6d左右急速下降,济麦22升高的幅度比河农6425大而降低的幅度比河农6425小,该实验结果与Dugasa等研究不同耐盐性的小麦基因型对干旱和盐胁迫的生理生化反应差异实验结果相一致[41]。

综上所述,济麦22通过维持较高水平的 K+/Na+、Ca2+/Na+,通过保持较强的抗氧化酶活性,更有效清除积累的多余ROS,较河农6425生长更好,拥有更强的耐盐性。