组蛋白变体在植物表观遗传调控中的研究进展

薛满德 赵峰月 李洁 姜丹华

（1.植物基因组学国家重点实验室 中国科学院遗传与发育生物学研究所，北京 100101；2.中国科学院大学，北京 101408）

核小体作为遗传和表观遗传信息的载体，由约147 bp DNA缠绕组蛋白分子八聚体组成。同一组蛋白家族中分化出了氨基酸序列、表达模式或染色质定位存在差异的成员，称为组蛋白变体。组蛋白变体和组蛋白翻译后修饰共同参与表观遗传调控，极大增强了染色质的多样性。目前研究表明，除了H4之外，其它组蛋白家族均存在变体，其中H2A和H3变体的研究较多。组蛋白变体在其特异分子伴侣的作用下组装到染色质，参与转录调控、DNA损伤修复和异染色质浓缩等生命过程。在植物中，组蛋白变体不仅参与发育过程，也调控植物对环境的响应。由于组蛋白变体种类较多且功能复杂，本文将按照组蛋白家族进行分类，分别介绍同一家族中不同变体的研究进展，为进一步研究组蛋白变体在染色质调控，植物发育和环境响应中的作用提供参考。

1 组蛋白H2A变体

植物中组蛋白H2A的变体主要有replicative H2A，H2A.X，H2A.Z和H2A.W。在四类H2A变体中，replicative H2A，H2A.X和H2A.Z在动植物中相对保守，而H2A.W是一类植物特有的组蛋白变体［1］。不同的H2A变体主要是通过其蛋白质序列的长短和L1 loop，docking结构域和C端尾巴序列3个保守的结构域的不同区分［2］。replicative H2A主要行使常规组蛋白的功能，在DNA复制时参与核小体的组装，而其它H2A变体都有其特殊的功能。

1.1 组蛋白变体H2A.Z

H2A.Z是一类真核生物中高度保守的组蛋白变体，在动植物的生长发育和环境响应中发挥重要作用。H2A.Z与其他的组蛋白变体的不同是有较短的C端尾巴，并含有KD/E保守的基序，且H2A.Z的L1 loop的结构域含有一个保守的S/TAHG的基序。由于H2A.Z的docking结构域负责H2A.Z的组装和去除，因此和其他组蛋白变体之间也差别较大，且这种差别在动植物中高度保守，表明H2A.Z和其它H2A之间的分化较早［3］。H2A.Z主要富集在常染色质区，其在基因上的分布和基因的表达活性存在关联。在中高度表达的基因上，H2A.Z主要处于基因5'端转录起始位点（transcriptional start site，TSS）附近，特别是在+1位核小体的位置明显富集，而在低表达和响应相关基因上，H2A.Z主要在基因的body区富集（图1）。这些不同的富集模式表明H2A.Z即参与基因表达的激活也参与基因表达的抑制［4-8］。H2A.Z不仅通过影响染色体结构，还通过自身的修饰调控转录。组蛋白修饰H2AK121ub是由PRC1（polycomb repressive complex 1）复合体介导的一种抑制型表观遗传修饰。在拟南芥（Arabidopsis thaliana）中，PRC1核心组分AtBMI1A/B/C催化H2A.Z上发生单泛素化修饰，进而通过H2A.Zub赋予H2A.Z抑制基因表达的作用，这为研究H2A.Z在转录调控中的作用机制提供了一个新的思路［9］。

图1 组蛋白变体在拟南芥染色质和基因上的定位Fig.1 Chromosome and genic distributions of histone variants in A.thaliana

植物中，H2A.Z的染色质组装由保守的ATP依赖的染色质重塑复合体SWR1（SWI2/SNF2-related 1）介导，其核心亚基有PIE1（PHOTOPERIOD-INDEPENDENT EARLY FLOWERING 1），ARP6（ACTIN RELATED PROTEIN 6），SWC4（SWR COMPLEX SUBUNIT 4） 和 SWC6（SWR COMPLEX SUBUNIT 6）等［10］。SWC4是SWR1复合体的一个特有亚基，其会招募SWR1复合体至特定的AT富集位点，将H2A.Z组装到染色质［11］。近年来，也发现一些新的因子参与H2A.Z的组装。MBD9（methyl-CpG-binding domain 9）通过招募SWR1复合体到一些转录激活基因上，促进H2A.Z的富集，进而抑制这些基因的表达［12-14］。对于H2A.Z在染色质上的去除机制，目前还存在争议。酵母中的研究表明，INO80复合体能将H2A.Z从染色质上去除［15］，但是也有研究表明转录前复合体（preinitiation complex，PIC）介导H2A.Z从染色质上的去除［16］，且Pol II在H2A.Z的去除中发挥比INO80更重要的作用［17］。拟南芥中的研究发现，INO80 在不同的基因组位点上发挥H2A.Z组装或去除的作用［18-21］，表明INO80可能具有H2A.Z组装和去除的双重功能。拟南芥NRP1（NAP1 related protein 1）和NRP2蛋白与H2A.Z互作也参与H2A.Z从染色质上的去除［22］。除此之外，水稻（Oryza sativa）中也有一些关于H2A.Z分子伴侣的研究。保守的H2A分子伴侣OsChz1不仅和H2A-H2B结合，而且和H2A.Z-H2B结合。在oschz1突变体中，染色质上H2A.Z的富集减少，表明OsChz1调控H2A.Z的染色质组装［23］。水稻中也存在INO80的同源蛋白，osino80纯合突变体致死，而在杂合突变体和RNAi的材料中，一些赤霉素通路基因上的H2A.Z富集降低，暗示水稻的INO80 具有H2A.Z组装的功能［24］。人 类 中，ANP32E（acidic nuclear phosphoprotein 32 family member E）也参与H2A.Z的去除［25-26］。植物中ANP32E的同源蛋白是否参与H2A.Z的去除，目前还是未知的。

H2A.Z介导的转录调控在植物发育中发挥重要的作用。在开花抑制因子FLC（FLOWERING LOCUS C）上，H2A.Z在TSS附近富集的减少造成FLC表达降低以及早花的表型［27］。而FRI（FRIGIDA）作为一个FLC转录激活复合体的支架蛋白通过和SWR1复合体互作，介导H2A.Z的富集和 FLC 的激活［28］。在 microRNA156A（miR156A）和miR156C位点上，H2A.Z通过促进激活型的组蛋白修饰H3K4me3富集，激活miRNA的表达，促进拟南芥开花［29］。水稻的H2A.Z在赤霉素合成基因 CPS1（CARBAMOYL PHOSPHATE SYNTHASE 1）和 GA3ox2（GIBBERELLIN 3-BETA-DIOXYGENASE 2）上富集并激活基因的表达，促进赤霉素合成［24］。EIN2（ETHYLENE INSENSITIVE 2） 是 乙 烯 信 号转导中一个关键因子，研究发现抑制型组蛋白修饰H3K27me3的去甲基化酶REF6（RELATIVE OF EARLY FLOWERING）和INO80复合体的亚基EEN（ENHANCE OF EIN6）协同抑制H3K27me3和H2A.Z在EIN2 5' UTR区的富集，从而促进EIN2的表达［30］。也有研究表明，H2A.Z通过负调控花色素苷合成基因TT3（TRANSPARENT TESTA 3）和TT4的表达来抑制拟南芥花色素苷合成［31］。在番茄中，H2A.Z抑制类胡萝卜素合成基因SlPSY1（PHYTOENE SYNTHASE 1）的表达从而延缓番茄成熟［32］。这些研究表明，H2A.Z通过调控基因的激活或抑制，参与植物生长发育的多个方面。

H2A.Z在植物环境响应中也发挥重要的作用。拟南芥pie1，swc6 和h2a.z突变体中水杨酸响应基因 EDS5（ENHANCED DISEASE SUSCEOTIBILITY 5）和 ACD6（ACCELERATED CELL DEATH 6）持续表达，对细菌Pseudomonas syringae pv.Tomato DC3000的侵染表现出明显的抗性，表明在正常生长条件下，H2A.Z抑制了EDS5和ACD6的表达［33］。白霉菌Sclerotinia sclerotiorum是一种严重影响植物生长发育的真菌，SWR1复合体以依赖于经典的抗病途径RLK ERECTA（ER）通路的方式，促进H2A.Z和H3K4me3在转录因子WRKY33的靶基因YDD（YODA DOWNSTREAM）上的富集，从而增强 WRKY33激活 YDD表达的活性，促进拟南芥对S.sclerotioru的响应［34］。

H2A.Z不仅参与植物对生物胁迫的响应，也调控对非生物环境的响应。干旱是植物面临的主要逆境之一，当干旱处理时，H2A.Z在干旱响应基因的body上富集降低，导致这些基因的表达激活［35］。盐胁迫严重影响植物生长和发育。在盐胁迫条件下，拟南芥转录因子AtMYB44启动子区的H2A.Z被去除，从而激活AtMYB44的表达以应对盐胁迫［36］。光作为一种植物必须的环境信号，调控植物的生长发育。在黑暗条件下，植物呈现下胚轴快速伸长，子叶闭合的表型，而在光下其下胚轴伸长受到抑制，子叶展开，这个过程称为光形态建成［37］。NFYCs（NUCLEAR FACTOR-Y，subunit C）类转录因子和ARP6互作促进H2A.Z以光依赖的方式在一些生长素相关基因如IAA6（INDOLE-3-ACETIC ACID INDUCIBLE 6） 和 IAA19（INDOLE-3-ACETIC ACID INDUCIBLE 19）上富集并抑制它们的表达，从而阻止下胚轴伸长（图2）［38］。此外，INO80通过组装 H2A.Z到 HY5（ELONGATED HTPOCOTYL 5）等光诱导基因上，抑制基因转录［21］。在蓝光下，蓝光受体 CRY1（CRYPTOCHROMES 1）和 CRY2 抑制拟南芥的下胚轴伸长，促进光形态建成［39］。研究发现CRY1和CRY2以蓝光依赖的方式与SWR1复合体的亚基SWC6和ARP6互作，介导H2A.Z在HY5的靶基因如 EXP2（EXPANSIN 2），IAA19和XTH33（XYLOGLUCAN ENDOTRANSGLUCOSYLASE/HYDROLASE 33）上的富集，抑制基因表达和下胚轴伸长。同时，HY5与SWC6和ARP6之间也存在相互作用，促进H2A.Z在HY5的靶基因上的富集，抑制这些基因的表达，促进拟南芥在蓝光下的形态建成［40］。拟南芥在红光下，其下胚轴伸长被抑制，而远红光能促进下胚轴的伸长，激发植物庇荫反应。红光受体phyB（phytochrome B）和SWC6及ARP6以红光依赖的方式互作，促进H2A.Z在YUC9（YUCCAA9）上的富集，抑制基因的表达和下胚轴伸长［40-41］。在低红光/远红光条件下，INO80复合体通过和PIF7（PHYTOCHROME INTERACTING FACTOR 7）蛋白互作，去除PIF7靶基因ATHB2（ARABIDOPSIS THALIANA HOMEOBOX PROTEIN 2）上的H2A.Z以激活其表达，促进植物的庇荫反应［42］。植物对环境高温的响应通路与光信号通路存在相当的重叠［43］。当环境温度升高时，H2A.Z在一些热响应基因上被快速去除，造成这些基因的表达发生变化，促进拟南芥的热形态建成［44］。在这一过程中，PIF4与INO80复合体直接互作，在PIF4靶基因上将H2A.Z去除，激活其靶基因的表达［20］。INO80复合体还与催化H3K4me3的蛋白复合体COMPASS及转录延伸因子直接互作，从而在高温下促进PIF4靶基因上的 H3K4me3 和转录延伸［20，45］。因此，INO80复合体连接了H2A.Z的去除和转录激活。

图2 H2A.Z在拟南芥光温调控中的作用Fig.2 Role of H2A.Z in photomorphogenesis，shade avo-idance and thermomorphogenesis of A.thaliana

在拟南芥之外，H2A.Z在其它植物环境响应中的作用也有报道。在水稻正常生长条件下，H2A.Z在一些磷响应基因的body上富集，抑制这些基因表达，在缺磷条件下，这些基因上的H2A.Z被去除，激活磷响应基因的表达［46］。二穗短柄草（Brachypodium distachyon）是单子叶作物的模式植物之一，生殖生长期的二穗短柄草在经历环境温度升高时，H2A.Z在响应相关基因上的富集降低，但在营养生长期经历环境高温时，H2A.Z的富集却没有明显的变化［47］。在白菜（Brassica rapa）中，环境高温可以促进H2A.Z在成花素基因FT（FLOWERING LOCUS T）上的富集，从而抑制FT的表达，导致白菜晚花［48］。在22℃条件下，番茄h2a.z突变体和野生型的株高和单株重量没有明显差别，但在17℃条件下，h2a.z突变体的株高和单株重量明显低于野生型，表明H2A.Z可能参与调控番茄的低温响应［49］。

1.2 组蛋白变体H2A.X

H2A.X是一类在DNA损伤修复中发挥功能的H2A变体，其主要通过磷酸化的方式行使功能［50］。H2A.X与其它H2A变体的主要区别是其C末端结构域有一个SQEF基序，而其L1 loop和replicative H2A相同，都含有一个KYAE的保守基序。H2A.X的docking结构域和replicative H2A的docking结构域也相似，主要负责和H3-H4的结合，因此docking结构域在H2A.X和H2A之间高度保守［3］。H2A.X在常染色质和异染色质均有分布（图1）［51］。H2A.X在动植物中发挥相似的功能，当DNA发生损伤时，H2A.X的SQEF基序上的丝氨酸被磷酸化，招募DNA损伤修复因子参与DNA的损伤修复［52］。在动物中，H2A.X由组蛋白的分子伴侣FACT（facilitates chromatin transcription）复合体组装到染色质上［53］，但植物中H2A.X的组装机制还未有报道。

1.3 组蛋白变体H2A.W

H2A.W是植物特有的一类组蛋白变体，和其它H2A不同的是H2A.W的C端较长，并且其C端含有一个KSPKK基序，而L1 loop含有RYA/SQ/K的基序，此外其docking结构域典型的特点是其它H2A上保守的谷氨酰胺和丝氨酸被亮氨酸和甘氨酸替代，形成 VLLAI/VRNDEELGKLL的基序［3］。H2A.W 主要分布在异染色质区（图1），并能促进异染色质的浓缩。H2A.W 和异染色质的标记H3K9me2共定位，但是在H3K9me2甲基转移酶KRYPTONITE（KYP），SUVH5 和SUVH6的突变体 kyp；suvh5；suvh6中，H2A.W仍然定位于异染色质区，表明H2A.W在异染色质区的装配可能不依赖于H3K9me2。此外，H2A.W的突变也不影响H3K9me2在异染色质的定位［51］。在异染色质区，H2A.W和H1协同调控异染色质的可及性和DNA甲基化，同时H2A.W能够拮抗 H1在异染色质上的组装，从而抑制异染色质的过度浓缩，保持转座子上适当的甲基化水平［54］。研究表明染色质重塑因子DDM1（decrease in DNA methylation）通过其H2A.W结合结构域将H2A.W组装到可移动的转座子上，沉默转座子使其不能自由移动而维持基因组的稳定性［55］。此外，拟南芥3个H2A.W的成员之一H2A.W.7在其C端含有一个SQ基序，在DNA损伤时其丝氨酸被ATM（ataxiatelangiectasia，mutated）磷酸化，从而发挥类似H2A.X的功能，促进异染色质区域DNA的损伤修复［56］。

2 组蛋白H3变体

2.1 CenH3

在植物中，组蛋白H3存在多种变体，主要包括H3.1、H3.3和CenH3。CenH3的序列与H3.1和H3.3差别较大，尤其是在N端［57］。而CenH3 C端折叠区域的差异使CenH3被特异的沉积到着丝粒区域（图1），在细胞分裂时纺锤体的形成和染色体的正常分离中发挥重要功能［58-59］。有研究表明，CenH3 的C端就足以在有丝分裂期使其定位到着丝粒，但不能够支持其在减数分裂时的正常定位，从而导致减数分裂异常和种子发育缺陷，说明CenH3的 N端参与维持植物正常育性［60］。CenH3是着丝粒形成和动粒组装的关键组分，拟南芥中CenH3的N端与动粒蛋白（CENP-C或MIS12）融合表达后，可以在非着丝粒位点招募其它动粒组分，形成新的着丝粒［61］。此外，由于对CenH3改造造成其功能弱化后能诱导产生单倍体，因此在育种领域极具发展前景。目前在拟南芥、小麦和玉米等中依赖于CenH3改造的单倍体诱导技术已被报道［62-64］。通过CenH3诱导单倍体有多种方式，包括：（1）将拟南芥CenH3 的N端替换为H3.3的N端，并在N端添 加 GFP（GREEN FLUORESCENT PROTEIN） 标签［62］；（2）在拟南芥、大麦和甜菜的CenH3的C端CATD结构域（centromere-targeting domain）产生点突变［65-66］；（3）将拟南芥CenH3替换为近缘物种（如Lepidium oleraceum、Brassica rapa） 的 CenH3［67］；（4）在小麦中代表性单倍体诱导株系G23的 B和D亚基因组中的CenH3α被敲除，A亚基因组中的CenH3α的C端氨基酸序列被保留的同时，其N端发生氨基酸突变［63］；（5）在玉米中利用基因编辑技术使CenH3发生移码突变而提前终止翻译，进而产生cenh3突变，其杂合植株（+/-）与野生型植株杂交可以产生单倍体后代［64］。

2.2 H3.1和H3.3

高等植物的H3.1和H3.3只有4个氨基酸的差别：在第31位（Ala vs Thr）、第41位（Phe vs Tyr）、第 87位（Ser vs His）和第 90位（Ala vs Leu）［68］。H3.1和H3.3的差异从绿藻到开花植物逐渐进化而来，但在部分绿藻中只存在一种与H3.3序列和组装方式更相似的H3，说明H3.3可能比H3.1更保守［69-70］。H3.1与H3.3在动植物中单独进化产生，但它们氨基酸的变异位置和类型在动植物中基本相似，表明H3.1和H3.3在动植物中的进化具有趋同性［68］。

在氨基酸序列之外，H3.1和H3.3在表达模式、染色质组装和分布等多方面都存在较大差异。首先，H3.1主要在细胞周期S期表达；而H3.3在细胞周期的各个时期都能表达［71-72］。其次，H3.1-H4二聚体被ASF1（anti-silencing factor 1）传递给特异的分子伴侣CAF1（chromatin assembly factor 1）复合体，其在DNA复制或修复时与定位在DNA复制叉上的蛋白PCNA（PROLIFERATING CELL NUCLEAR ANTIGEN）相互作用，进而将H3.1组装到新合成的DNA上；而H3.3-H4二聚体则被ASF1传递给特异的分子伴侣HIRA复合体，以非复制依赖的方式在DNA转录或修复时组装到染色质上［73-74］。动物的H3.3还能通过ATRX（alpha thalassemia/mental retardation syndrome X-linked）-DAXX（death-domain associated protein）进行染色质组装，植物中具有保守的ATRX蛋白，但是缺乏DAXX的同源蛋白［75-77］。此外，拟南芥中的研究表明，H3.1主要分布在着丝粒附近的异染色质区域，而H3.3主要在常染色质区分布（图1）［78］。在拟南芥中，H3.3在基因的3'端富集，且富集程度与基因表达水平正相关，这与RNA聚合酶II在基因上的富集趋势相似，表明H3.3可能与基因的转录激活相关，而H3.1并没有这种趋势［79］。此外，H3.3还在一些基因的启动子区富集，启动子区H3.3的富集水平与基因表达水平并没有相关性，但这些基因的转录更容易受到调控［80］。

H3.1作为DNA复制时染色质组装的组蛋白供体之一，在细胞分裂时染色质结构和表观遗传标记的维持中发挥重要作用［81］。在DNA复制后，携带有组蛋白修饰的母本组蛋白与新合成的缺乏修饰的组蛋白都会组装到子代DNA上，导致染色质上的表观遗传修饰被稀释［82］。研究表明，植物特有的甲基转移酶ATXR5/6（ARABIDOPSIS TRITHORAXRELATED PROTEIN 5/6）能特异识别H3.1，并在H3.1上催化产生抑制型修饰H3K27me1，进而帮助H3K27me1水平的恢复和异染色质的维持［83-84］。ATXR5/6特异识别 H3.1与其 31位特有的丙氨酸有关，而植物H3.3上第31位的苏氨酸会抑制ATXR5/6的活性［84］。H3.1的减少除了造成H3K27me1水平降低，还会造成H3K27me3的降低，并且H3.3或H3.1A31T 均不能回补该表型，表明H3.1上的H3K27me1可能帮助H3K27me3的维持［85］。在S期，ATXR5/6和H3K27me3的甲基转移酶PRC2都在复制位点定位，因此PRC2可能与ATXR5/6在复制位点协同催化H3K27me3，使其恢复至母本水平［85-86］。近期研究发现，ATXR5/6在H3.1上催化的H3K27me1能够抑制组蛋白乙酰转移酶GCN5催化激活型修饰H3K27ac和H3K36ac，从而维持转录抑制［87］。

在动物中，H3.3的丢失会造成胚胎发育的缺陷。在小鼠胚胎干细胞中H3.3促进发育相关基因启动子区核小体的交换速率和H3K27me3的富集，进而影响胚胎干细胞染色质环境的建立和细胞分化［88］。非洲爪蟾的研究中发现，H3.3第31位丝氨酸的磷酸化能顺式促进H3K27ac的建立，为胚胎发育提供合适的染色质环境［89］。H3.3在植物中的功能目前还只有较少研究。根尖分生区细胞停止分裂进入内复制循环和分化阶段伴随着大量的H3.1被H3.3代替［90］。此外，气孔细胞系进行最后一次细胞分裂产生保卫细胞时也伴随着大量的H3.3组装进入染色质，且该过程可能会促进H3K27me3的重编程［90-91］。因此，H3.3可能调控细胞分化时的表观遗传重编程。拟南芥H3.3敲低后产生的异常表达基因大多发生下调，且富集在多种环境响应的通路上，说明H3.3可能在环境响应基因的激活中发挥重要作用［92］。H3.3还能维持基因body上DNA的CG甲基化，并抑制H2A.Z和 H1在基因body区的富集［92］。此外，H3.3促进激活型修饰H3K4me3和H3K36me3在开花抑制因子FLC上的建立和FLC位点gene loop的形成，进而促进FLC的表达以抑制拟南芥开花［93］。

2.3 其它H3变体

除了以上主要的H3变体，拟南芥中还存在一些非典型的H3变体，其中H3.15 在愈伤组织的形成中发挥重要作用［94］。组织损伤会快速诱导H3.15在伤口附近的表达，由于H3.15的第27位为组氨酸而非赖氨酸，导致H3.15上无法催化产生H3K27me3，因此H3.15的组装会造成染色质上H3K27me3的稀释，进而导致愈伤形成相关基因的去抑制，促进愈伤组织的形成和组织再生［94］。另一个变体H3.10在拟南芥精细胞的表观遗传重编程中发挥重要功能［95］。H3.10作为精细胞特异表达的组蛋白变体，在精子染色质中大量积累，但H3.10的第27位赖氨酸附近氨基酸的变异导致H3.10上无法添加H3K27me1和H3K27me3，造成H3K27me3的大规模丢失，进而促进与精子分化相关基因的表达和染色质状态的表观重编程［95-96］。父本染色质携带的H3.10在受精完成后几个小时内迅速在合子染色质中被去除，这一过程伴随着H3.3的重新合成和组装，并有可能与此阶段合子基因组的激活有关［96-98］。

3 组蛋白H2B变体

相比于H2A和H3的变体，H2B的变体在植物中研究相对较少。相对于其他组蛋白家族，植物中H2B变体之间的序列差别较大，而且这种差别主要集中在N端。除了序列的差别外，一些H2B变体也存在特异的表达模式，拟南芥的H2B.S特异在精细胞和成熟胚胎细胞中高表达。这两类细胞的染色质均高度浓缩，暗示H2B.S的组装可能有利于染色质的浓缩。H2B.S的序列与其它H2B差别较大，并且有一段延长的N端。类似的H2B在水稻、玉米和番茄等植物中均存在，且也在成熟种子中特异表达，但是并不在精细胞中表达［99-100］，表明拟南芥的H2B.S可能额外进化出了精细胞的表达模式。

对拟南芥营养生长期表达的H2B成员的分析表明，尽管大部分H2B均在分裂旺盛的组织中表达，H2B.3却在已分化组织中高表达，这种表达模式与H3.3相似。染色质定位分析也发现相对于其它H2B，H2B.3在常染色质区富集较高，而在异染色质区则较低，并且H2B.3倾向于与H2A.Z和H3.3形成核小体，这些结果表明H2B.3是一个非复制依赖型的组蛋白变体［99］。总体而言，植物中H2B变体的研究尚处于起步阶段，还有待对它们的具体功能进行进一步分析。

4 组蛋白H1变体

接头组蛋白H1具有较短的N端、GH1（central globular）结构域和无序且富含赖氨酸的C端［101］。H1能通过其保守的GH1结构域结合核小体，并通过C端结合接头DNA并拉近相邻的核小体使染色质压缩［102］。

拟南芥中的H1存在3种变体：H1.1、H1.2和H1.3，其中 H1.1和H1.2作为主要的H1供体，序列相似且在植物中广泛表达［103］。H1.1和H1.2主要在异染色质区域以及基因body上富集（图1），与基因的表达和H3K4me3负相关［104］。H1.1和H1.2可能通过调节染色质的可及性来阻止DNA甲基转移酶接触DNA，进而维持异染色质区DNA的甲基化水平，防止过高的甲基化［105］。前期研究还发现，H3.3抑制H1的组装，所以H3.3与H1的拮抗关系可能在染色质的可及性和转录调控中发挥重要功能［92］。而H1.3在非胁迫条件下仅在一部分类型的细胞如保卫细胞中表达，但弱光、干旱等胁迫或ABA会诱导H1.3在其他组织中大量表达，参与植物环境胁迫响应［104］。H1.3同样在异染色质区和基因body上富集，但与基因表达和H3K4me3负相关的程度弱于H1.1和 H1.2［104］。相对于 H1.1和 H1.2，H1.3的 N 端和C端都更短，且缺乏增强与DNA结合的（S/T）PXK基序，导致H1.3与染色质的结合更不稳定［104］。研究还发现，胁迫诱导DNA甲基化程度的升高是依赖H1.3的，被胁迫诱导表达的H1.3可能会竞争H1.1和H1.2的结合位点，但其结构与DNA结合能力的不同可能会改变染色质的可及性［104］。

拟南芥中3个H1都突变会造成种子休眠、早花、侧根数目变多等多种发育缺陷的表型［106］。研究发现，H1不仅是异染色质形成所必须的，还会抑制常染色质区核小体的密度和流动性，并影响H3K9ac、H3K27me3和 H3K4me3的水平［106］。但 H1全部突变后只会影响一小部分TE和基因的表达，所以在正常生长条件下，大部分基因的转录调控并不会被H1所介导的核小体状态和染色质结构影响［106］。

5 总结和展望

组蛋白变体在表观遗传调控中发挥着重要的作用，尽管目前对植物组蛋白变体本身的性质和功能已经有了相当的了解，但是仍然存在一定的局限。例如，目前的研究主要集中于H2A家族，对其它家族中变体的功能还缺乏系统性的研究。

组蛋白变体在表观遗传调控中发挥着重要的功能，组蛋白的翻译后修饰也在表观遗传介导的植物生长发育和环境响应中发挥重要作用［107-108］。一些组蛋白变体与组蛋白修饰存在相似的染色质定位，但是组蛋白变体是如何与组蛋白修饰互作并协同参与表观遗传调控的，还有待进一步研究。此外，虽然研究发现染色质重塑因子在组蛋白变体的染色质组装和去除中发挥重要作用，但它们的具体功能和招募机制仍不清楚。

植物中存在一些细胞特异性的组蛋白变体如H3.10和H2B.S，由于其在特定的组织中表达且含量较低，较难利用常规的方法进行研究。单细胞测序技术、空间组学和微量染色质免疫共沉淀方法（如CUT&Tag）的发展，将能够帮助更好的理解细胞特异性组蛋白变体的功能。此外，这些方法也将有助于在单细胞层面揭示组蛋白变体富集和定位的动态变化及其对染色质活性和细胞功能的影响。

相较于模式植物，作物的基因组更加复杂。因此复杂基因组作物中的染色质调控及组蛋白变体的功能可能与模式植物存在较大差异。目前植物中组蛋白变体的研究主要集中于模式植物，而在作物中研究较少。近年来高通量测序技术的革新，极大促进了复杂基因组作物中的染色质调控研究。作物中组蛋白变体功能的研究将有助于进一步揭示复杂基因组的染色质调控机理和表观遗传调控在重要作物相关性状中的作用，为利用表观遗传调控进行作物改良提供基础。