脊髓损伤后膀胱组织结构变化的研究进展

2023-05-30 20:52张灿卢晶晶全仁夫沈英飞
中国现代医生 2023年2期
关键词:脊髓损伤

张灿 卢晶晶 全仁夫 沈英飞

[摘要] 神经源性膀胱是脊髓损伤后的常见并发症,以往的研究多集中在脊髓功能的恢复,以促进膀胱功能恢复,忽视了膀胱自身的变化,因此本文将从脊髓损伤后膀胱的形态学变化、膀胱组织蛋白结构的变化、尿路上皮细胞的变化以及膀胱组织细胞凋亡情况等4个方面来阐述脊髓损伤后膀胱的病理变化,为脊髓损伤后神经源性膀胱的治疗提供新的思路和方向。

[关键词] 脊髓损伤;神经源性膀胱;膀胱组织结构

[中图分类号] R561.3      [文献标识码] A      [DOI] 10.3969/j.issn.1673-9701.2023.02.029

脊髓损伤(spinal cord injury, SCI)导致的神经源性膀胱是脊髓损伤后最常见的并发症,占20%~50%[1],严重影响患者的生活质量,但目前关于该疾病的治疗及膀胱管理尚无“金标准”[2]。长期以来,脊髓损伤后尿潴留的治疗焦点都集中在脊髓受损节段的功能重建,而忽略了膀胱本身的变化。但人体的排尿反射是在大脑高级中枢、脊髓低级中枢及膀胱三者共同协调制约下完成的,三者中任何一个部分发生病变,都会导致排尿功能异常,随着研究的不断深入,研究人员发现SCI后膀胱的形态、组织结构以及尿路上皮细胞的改变对膀胱的排尿功能产生重要影响。因此,深入了解SCI后膀胱的变化机制,对进一步探讨治疗SCI后神经源性膀胱的新方向和新方法有非常重要的意义。笔者就近年来这方面的研究进行综述。

1  SCI后膀胱的形态学变化

人体从产生尿意到尿液排出,需要大脑皮质、脊髓、膀胱的共同控制与协调。脊髓损伤后因脊髓传导通路受损,导致膀胱逼尿肌和括约肌失去了大脑和脊髓的调节与支配,引起膀胱神经性功能紊乱,导致神经源性膀胱形成,病程日久又会导致膀胱内压增高,使膀胱长期处于紧张状态,诱发了膀胱的形态学改变。对SCI后尿潴留患者膀胱行CT扫描,发现患者膀胱肌肉纤维组织肌束增粗,伴有肌小梁的肥大,并呈现“波浪状”的改变,膀胱整体出现膀胱颈狭窄,肌小梁之间出现各种憩室样的隆起,膀胱呈现“气球样”改变,导致尿潴留的加重[3];膀胱MR检查不仅证实上述改变,还发现神经源性膀胱的典型“塔状”改变[4]。上述变化是导致SCI患者膀胱内压增高及尿动力学改变的重要因素,其治疗旨在减轻膀胱内压,防止膀胱的继发性损伤。

除了宏观可见的形态变化外,SCI后膀胱组织的微观结构也发生了改变。Johnston等[5]在对大鼠T8/9节段脊髓横断损伤5周后,通过尿动力学检查发现大鼠膀胱呈低压高顺应性,进一步的病理学检测结果表明SCI神经源性膀胱大鼠的膀胱组织增厚,逼尿肌细胞增生肥大伴有数量减少,细胞排列紊乱、肌间结缔组织增加,逼尿肌形态、数量及排列结构改变可能是膀胱顺应性降低的重要原因[6-7];现代研究表明,膀胱顺应性降低除了上述变化外,其病理基础可能还与膀胱组织中的膀胱Cajal间质细胞(interstitial cells of Cajal,ICC)增多加重膀胱的纤维化密切相关,这些变化被认为是膀胱顺应性降低的基础。匡静之等[8]发现T10节段脊髓损伤大鼠第14天时的膀胱最大容量较第7天明显下降,且SCI大鼠的膀胱肌纤维肥大增生,层次增多增厚,上皮组织的层次和数量也增多,并伴有固有层及黏膜层附近出血,炎性组织浸润伴有细胞结构组织破坏,膀胱局部肌肉层可见散在的表面颗粒状肥大细胞,因此认为SCI后膀胱功能障碍还可能与膀胱组织炎症反应及细胞组织损害有关。李景兴等[9]研究了L3水平脊髓横断损伤模型,并未发现膀胱组织的纤维化增厚,却发现SCI可导致膀胱壁变薄,伴有上皮组织紊乱、脱落,膀胱组织中可见大量空泡细胞及大量中性粒细胞浸润,以及大量血管外异常出血或严重毛细血管扩张。Breyer等[10]认为导致上述研究结果不一致的原因可能与脊髓损伤方式有关,根据损伤方式的不同,膀胱活动方式可表现为尿失禁或尿潴留,但不管何种表现形式,均可导致膀胱组织功能变化,引起膀胱功能障碍。张月雷等[11]发现大鼠脊髓圆锥损伤后,膀胱逼尿肌及其神经肌肉接头组织发生系列形态学变化,逼尿肌超微结构可见肌细胞内质网扩张、线粒体肿胀,胶原纤维组织增多,从而降低了逼尿肌弹性。廖利民等[12]在SCI患者的膀胱标本组织超微结构中同样发现肌细胞组织形态、细胞排列、细胞间连接等都发生变化,具体表现为细胞组织形态的不规则、细胞排列的紊乱、细胞间连接的减少;除了上述变化外,肌细胞核增大以及肌细胞胞膜的病理变化等也是引起SCI后膀胱功能障碍的重要因素[13]。

2  SCI后膀胱组织蛋白结构的变化

在正常人的生理过程中,排尿反射由中樞神经系统控制,通过神经冲动控制膀胱逼尿肌与尿道括约肌的收缩舒张,共同构成一个完整的排尿反射。但在大部分对SCI后神经源性膀胱的治疗中,往往只重视恢复脊髓功能,忽视了膀胱平滑肌自身的功能表达。韩国一项研究通过筛查近1000个膀胱位点的蛋白组式,最终发现4个与膀胱逼尿肌功能相关的蛋白,即平滑肌特异性蛋白(smooth muscle 22,SM22)、S100A11蛋白、热休克蛋白20(heat shock protein,Hsp20)以及14-3-3蛋白[14]。SM22蛋白主导着膀胱平滑肌的收缩,S100A11蛋白具有抗细胞凋亡的作用,Hsp20和14-3-3蛋白功能类似,二者的结合可导致Hsp20的磷酸化。SCI后会导致上述蛋白表达降低,共同诱导平滑肌松弛,加重神经源性膀胱症状。Zeng等[15]研究显示,T10、T11节段SCI大鼠的逼尿肌中的自噬蛋白LC3mRNA的表达水平升高明显,自噬可作为神经源性膀胱自我修复、更新和保护的机制,其表达水平的升高,表明了膀胱蛋白组织结构遭到破坏。李芮志等[16]研究显示,SCI大鼠痉挛性膀胱逼尿肌内神经肽物质神经肽Y、P物质等的表达明显减少,这可能与脊髓损伤后神经源性膀胱形成有关。Shunmugavel等[17]发现SCI大鼠膀胱平滑肌受到刺激可导致诱导型一氧化氮合酶(inducible nitric oxide synthase,iNOS)表达增加,不仅会加重膀胱组织的纤维化,而且iNOS产生的NO阻滞了β-肾上腺素能受体,引起膀胱储尿期逼尿肌松弛;史晓东等[18]对T8、T12 SCI大鼠膀胱平滑肌染色发现,膀胱逼尿肌中乙酰胆碱酯酶(acetylcholinesterase,AchE)纤维减少、α-SMA表达增高,二者共同作用导致了膀胱顺应性降低;Wada等[19]发现SCI大鼠膀胱逼尿肌及黏膜中神经生长因子(nerve growth factor,NGF)蛋白水平升高,导致了膀胱中非空洞收缩曲线面积扩大,膀胱压力增加,可能与C纤维膀胱传入通路中瞬时受体电位香草酸通道(tansient receptor potential vanilloid,TRPV1)和疼痛离子通道(transient receptor potential A1,TPRA1)的超氧化性有关;Zhao等[20]研究认为TGF-β1/Smad3信号通过参与了SCI大鼠逼尿肌中CX43蛋白水平的下调,导致了膀胱功能障碍。除了上述直接作用于膀胱组织的蛋白外,作为门控系统的超极化激活环核苷酸门控通道蛋白通过影响细胞内外电解质水平来调节膀胱功能,HCN通道激活后促进Ca2+流入细胞参与调节膀胱中ICC样细胞的起搏活动,改善逼尿肌的亢进状态。多项研究发现膀胱组织中HCN1蛋白表达增加可增加ICC-LCs的兴奋性,膀胱出现无抑制收缩,导致尿失禁、尿潴留[21]。

3  SCI后尿路上皮细胞的变化

膀胱尿路上皮细胞由浅表层、中间细胞层、基底细胞层三部分构成,是膀胱黏膜的重要组成部分,是尿液和血液之间的物理屏障,可保护潜在的肌肉、神经和血管组织免受尿液中正常或非正常的有毒因子侵害。Kullmann等[22]研究发现SCI可导致膀胱上皮细胞浅表层的“伞状细胞”丢失,而在损伤后28d丢失区域可表现出角蛋白和其他分化标记物的异常表达,却没有观察到“伞状细胞”再生,因此猜测SCI可能造成膀胱上皮细胞的永久性损伤,从而导致膀胱神经、肌肉受损。对SCI后1~2h的膀胱组织进行切片检查,发现尿皮细胞之间的紧密连接中断,尿皮形态变化显著,此变化可能与SCI后去甲肾上腺素的释放导致SCI后膀胱自主活动增加有关[23];还有研究显示,在SCI神经源性膀胱的动物试验中发现了SCI后尿皮细胞间屏障通透性的变化,可能与SCI后一氧化氮的过度释放有关[24];另外,SCI后传出神经可刺激肥大细胞释放组胺、缓激肽、前列腺素、白三烯和蛋白酶等,可刺激尿路上皮细胞并导致细胞间连接中断[25]。

随着现代研究的进一步深入,研究者发现膀胱尿路上皮细胞不仅是一个屏障,还发挥着“神经元样”功能,科学家在尿皮细胞上已发现受体包括p75神经营养蛋白受体(neurotrophin receptor p75,p75NTR)、嘌呤能受体、瞬态受体电位通道、PIEZO2受体等。尿路上皮细胞通过受体释放的化学介质延伸于整个膀胱肌肉组织和神经丛中,改变膀胱神经兴奋性,影响膀胱排尿功能。研究发现,T8~T9节段损伤后神经源性膀胱大鼠的逼尿肌膜层中p75NTR表达增强并伴有尿路上皮细胞损伤,抑制p75NTR的表达可促进尿皮细胞修复,改善神经源性膀胱功能,因此p75NTR在神经源性膀胱形成过程中发挥着重要作用[26]。Ferguson等[27]通过抑制SCI大鼠膀胱尿路上皮细胞中P2X3R的表达,导致膀胱功能减退,其可能与抑制尿路上皮中P2X3受体、阻止大鼠膀胱嘌呤能脱尿膜收缩的脱敏有关。Munoz等[28]通过降低SCI后神经源性膀胱大鼠膀胱组织中P2X7R的水平,抑制大鼠尿路上皮细胞中P2X3R的表达,以减弱膀胱的过度兴奋性,其机制可能与P2X3R表达下调所介导的小胶质细胞数目减少有关。Grundy等[29]研究发现SCI大鼠膀胱组织中P2X受体表达增强与瞬态受体电位通道表达的增强密切相关;Yang等[30]对膀胱容量小、膀胱收缩能力强的患者进行研究时发现,其膀胱组织中TRPV1表达升高明显,这被认为是神经源性膀胱形成的重要因素;Yoshizawa等[31]对SCI大鼠膀胱内应用TRPV1激动剂诱导C纤维脱敏,并观察发现膀胱-血管反射增强,膀胱兴奋性增加,进一步探讨发现其机制可能与膀胱传入神经元的瞬时受体电位(transient receptor potential,TRP)通道增加有关;特定TRP通道基因传入的过分兴奋性可导致诱导逼尿肌过度活动,其机制可能与NGF依赖性变化有关[32]。Marshall等[33]研究表明,尿皮细胞中的PIEZO2蛋白控制着人体的排尿,当缺乏PIEZO2蛋白时会出现膀胱充盈感的缺失,同时控制尿道的肌肉也会出现异常的排尿反射,导致尿失禁。但目前关于该蛋白在SCI后神经源性膀胱形成的原因中扮演何种重要角色,还处于研究中,仍需要大量科学试验来探讨和发现。

4  SCI后膀胱组织细胞凋亡的变化

SCI后膀胱组织细胞也会发生变化。艾坤等[34]通过酶联免疫吸附法发现SCI后大鼠膀胱逼尿肌组织中的半胱氨酸-天冬氨酸蛋白酶(Caspase)-3阳性细胞计数明显高于空白组;Xu等[35]发现SCI后神经源性膀胱大鼠的逼尿肌组织中除了Caspase-3表达升高外,细胞色素C及活化的Caspase-9蛋白表达也显著升高;王文婷等[36]发现SCI大鼠膀胱内nNOS的表达降低而Caspase-3表达增加,一方面可能是由于神经递质的释放减少,导致尿道平滑肌松弛障碍;另一方面是nNOS的凋亡使传入减少,进一步引起抑制性神经递质NO释放减少,最终导致痉挛性膀胱的发生。上述研究均表明细胞凋亡因子在SCI后神经源性膀胱形成中发挥着重要作用,通过对凋亡细胞因子进行抑制干预,均可改善神经源性膀胱症状,为神经源性膀胱的治疗提供了理论基础。

5  结语

人体排尿主要由大脑、脊髓及膀胱三者共同参与完成,而膀胱作为储尿及排尿最直接的参与器官,直接影响到患者的病情预后及生活质量,SCI后膀胱组织结构、逼尿肌中的蛋白表达、尿路上皮细胞的变化以及膀胱组织细胞的凋亡等均是神经源性膀胱形成的重要因素,在膀胱功能恢复中发挥着重要作用,随着对机制的深入研究,将SCI后膀胱组织变化与现有的大脑及脊髓等控制中枢的变化的研究结果进行整合,对完善和补充SCI后神经源性膀胱形成机制具有重要意义,为以后探寻SCI后新的神经源性膀胱的治療方法提供新的思路和新的方法。

[参考文献]

[1]PIATT J A, NAGATA S, ZAHL M, et al. Problematic secondary health conditions among adults with spinal cord injury and its impact on social participation and daily life[J]. J Spinal Cord Med, 2016, 39(6): 693698.

[2]CONSORTIUM FOR SPINAL CORD MEDICINE. Bladder management for adults with spinal cord injury: a clinical practice guideline for health-care providers[J]. J Spinal Cord Med, 2006, 29(5): 527573.

[3]景国亮, 蒋梅. 神经源性膀胱的CT表现[J]. 中国中西医结合影像学杂志, 2014, 12(3): 294296.

[4]胡明哲, 邱乾德. 神经源性膀胱的MRI诊断[J]. 医学影像学杂志, 2010, 20(4): 540541.

[5]JOHNSTON L, CUNNINGHAM R M, YOUNG J S, et al. Altered distribution of interstitial cells and innervation in the rat urinary bladder following spinal cord injury[J]. J Cell Mol Med, 2012, 16(7): 15331543.

[6]赵耀瑞, 郜海涛, 刘奔, 等. 大鼠脊髓横断后不同时期膀胱顺应性和形态学变化[J]. 中华实验外科杂志, 2016, 33(6): 14581460.

[7]赵耀瑞, 李航, 郜海涛, 等. 大鼠脊髓横断后不同时期膀胱Cajal间质细胞变化与膀胱顺应性的关系[J]. 中华实验外科杂志, 2017, 34(12): 20502053.

[8]匡靜之, 张泓, 艾坤, 等. 电针对骶上脊髓损伤后神经源性膀胱大鼠膀胱最大容量和组织形态的影响[J].湖南中医药大学学报, 2014, 34(1): 4750.

[9]李景兴, 张泓, 艾坤, 等. 电针对骶髓损伤后神经源性膀胱容量及其组织形态学的影响[J]. 中国组织工程研究, 2013, 17(50): 86978702.

[10]BREYER B N , FANDEL T M , ALWAAL A , et al. Comparison of spinal cord contusion and transection: functional and histological changes in the rat urinary bladder[J]. BJU Int, 2017, 119(2): 333341.

[11]张月雷, 盛珺, 侯春林, 等. 脊髓圆锥损伤膀胱功能重建术后大鼠逼尿肌显微结构变化研究[J]. 中国修复重建外科杂志, 2013, 27(7): 836842.

[12]廖利民, 叶云龙, 邱志勇, 等. 神经源性膀胱A型肉毒毒素膀胱壁注射后逼尿肌超微结构观察[J]. 上海交通大学学报(医学版), 2008, 4(7): 771774.

[13]KIKUNO N, KAWAMOTO K, HIRATA H, et al. Nerve growth factor combined with vascular endothelial growth factor enhances regeneration of bladder acellular matrix graft in spinal cord injury-induced neurogenic rat bladder[J]. BJU Int, 2010, 103(10): 14241428.

[14]JI-YOUNG L, JO K B, GYUJIN S, et al. Spinal cord injury markedly altered protein expression patterns in the affected rat urinary bladder during healing stages[J]. J Korean Med Sci, 2011, 26(6): 814823.

[15]ZENG F S, ZHANG L, CUI B J, et al. Expression of autophagy in different stages of neurogenic bladder after spinal cord injury in rats[J]. Spinal Cord, 2017 55(9): 834839.

[16]李芮志, 周谋望, 曾凡硕. 大鼠脊髓损伤痉挛性膀胱中神经肽含量的观察[J]. 中华医学杂志, 2012, 4(15): 10581061.

[17]SHUNMUGAVEL A , KHAN M , HUGHES F M , et al. S‐Nitrosoglutathione protects the spinal bladder: novel therapeutic approach to post‐spinal cord injury bladder remodeling[J]. Neurourol Urodynam, 2015, 34(6): 519526.

[18]史晓东, 胥少汀, 刘智, 等. 兔脊髓不同平面损伤后尿流动力与膀胱AchE、α-SMA表达的研究[J]. 中国脊柱脊髓杂志, 2002, 4(5): 3942, 83.

[19]WADA N, SHIMIZU T, SHIMIZU N, et al. The effect of neutralization of nerve growth factor (NGF) on bladder and urethral dysfunction in mice with spinal cord injury[J]. Neurourol Urodynam, 2018, 37(6): 18891896.

[20]ZHAO J, WU M, CHEN S, et al. TGF-β1 and connexin-43 expression in neurogenic bladder from rats with sacral spinal cord injury[J]. Neurourol Urodynam, 2018, 37(8): 25022509.

[21]李炀, 张润宁, 刘欣. 电针次髎穴治疗脊髓损伤后神经源性膀胱作用机制的实验研究[J]. 山东中医杂志, 2020, 39(2): 171176.

[22]KULLMANN F A, CLAYTON D R, RUIZ W G, et al. Urothelial proliferation and regeneration after spinal cord injury[J]. Am J Physiol Renal Physiol, 2017, 313(1): F85F102.

[23]VIZZARD M A. Changes in urinary bladder neurotrophic factor mRNA and NGF protein following urinary bladder dysfunction[J]. Exp. Neurol, 2000, 161(1): 273–284.

[24]TRUSCHEL, S T, WANG, E, RUIZ, W G, et al. Stretch-regulated exocytosis/endocytosis in bladder umbrella cells[J]. Mol Biol Cell, 2002, 13(3): 830–846.

[25]BIRDER L A. Role of the urothelium in urinary bladder dysfunction following spinal cord injury[J]. Prog Brain Res, 2006, 152(6): 135146.

[26]RYU J C, TOOKE K, MALLEY S E, et al. Role of proNGF/p75 signaling in bladder dysfunction after spinal cord injury[J]. J Clin Invest, 2018, 128(5): 17721786.

[27]FERGUSON A C, SUTTON B, BOONE T B, et al. Inhibition of urothelial P2X3 receptors prevents desensitization of purinergic detrusor contractions in the rat bladder[J]. BJU Int, 2015, 116(2): 293301.

[28]MUNOZ A, YAZDI I K, TANG X, et al. Localized inhibition of P2X7R at the spinal cord injury site improves neurogenic bladder dysfunction by decreasing urothelial P2X3R expression in rats[J]. Life Sci, 2017, 171: 6067.

[29]GRUNDY L, DALY D M, CHAPPLE C, et al. TRPV1 enhances the afferent response to P2X receptor activation in the mouse urinary bladder[J]. Sci Rep, 2018, 8(1): 197.

[30]YANG H H, JHANG J F, HSU Y H, et al. Smaller bladder capacity and stronger bladder contractility in patients with ketamine cystitis are associated with elevated TRPV1 and TRPV4[J]. Sci Rep, 2021, 11(1): 5200.

[31]Yoshizawa, T, Kadekawa K, Tyagi P, et al. Mechanisms inducing autonomic dysreflexia during urinary bladder distention in rats with spinal cord injury[J]. Spinal corda, 2015, 53(3): 190194.

[32]SHIMIZU N, WADA N, SHIMIZU T, et al. Effects of nerve growth factor neutralization on TRP channel expression in laser-captured bladder afferent neurons in mice with spinal cord injury[J]. Neurosci Let, 2018, 683: 100103.

[33]MARSHALL KL, SAADE D,GHITANI N, et al. PIEZO2 in sensory neurons and urothelial cells coordinates urination[J]. Nature, 2020, 588(7837): 290295.

[34]艾坤, 張泓, 张雨辰, 等. 电针对骶髓损伤后神经源性膀胱大鼠尿流动力学及膀胱组织中Caspase-3表达的影响[J]. 中国康复理论与实践, 2013, 19(12): 11041107.

[35]XU M , ZHANG H , YIN X T , et al. The effect of electroacupuncture on the protein expression levels of Cyt-C, Caspase-3 and Caspase-9 in the bladder tissue of rats with neurogenic bladder after suprasacral spinal cord injury[J]. World J Acupunct-Mox, 2017, 27(3): 4956.

[36]王文婷, 周谋望, 陈庆山, 等. 脊髓损伤大鼠脊髓及泌尿生殖道caspase-3和nNOS表达的改变[J]. 中国康复医学杂志, 2009, 24(9): 773775.

(收稿日期:20220722)

(修回日期:20220831)

猜你喜欢
脊髓损伤
下肢康复机器人的设计
溴吡斯的明联合巴氯酚对T6以上脊髓损伤神经源性膀胱的临床观察
综合护理与康复训练对胸腰椎骨折合并脊髓损伤患者的应用观察
综合康复护理措施对脊髓损伤神经源性排尿障碍的影响
脊柱创伤合并脊髓损伤患者的治疗效果
行动学习法在脊髓损伤患者实施自助间歇导尿中的应用效果
胸腰段椎体骨折手术入路的选择
康复治疗对脊髓损伤患者功能恢复的干预价值评析
康复治疗对脊髓损伤患者功能恢复的干预价值评析
综合护理与康复训练对胸腰椎骨折合并脊髓损伤患者的效果分析