GLP-1Ra减少高糖诱导的β细胞凋亡作用机制探讨

丁敏，李春君，邢云芝，于倩，王鹏华，于德民

专题研究·内分泌疾病

GLP-1Ra减少高糖诱导的β细胞凋亡作用机制探讨

丁敏，李春君，邢云芝，于倩，王鹏华，于德民△

目的探讨胰高血糖素样肽-1（GLP-1）受体激动剂（GLP-1Ra）减少高糖诱导的β细胞凋亡作用的可能机制。方法正常对照（N，普通饲料喂养）组、2型糖尿病（T2DM）组和GLP-1 Ra组［利拉鲁肽200 μg/（kg·d）］大鼠干预12周。比较各组大鼠造模前、造模后给药前（0周）及12周末血糖水平。高压液相色谱分析法测定糖化血红蛋白（HbA1c）；全自动生化分析仪测定天冬氨酸转氨酶（AST）、肌酐（CR）及尿素氮（BUN）等；TUNEL染色观察胰岛细胞凋亡情况；免疫组化法测定cleaved caspase 3；DCFH-DA荧光探针检测胰岛活性氧簇（ROS）；免疫组织化学法检测NADPH氧化酶（NOX）催化亚基（NOX2）。结果12周时，GLP-1Ra组的血糖、HbA1c、总胆固醇（TC）及低密度脂蛋白胆固醇（LDL-c）水平均低于T2DM组（P＜0.05）；GLP-1Ra组胰岛细胞凋亡率和cleaved caspase 3水平较T2DM组下降（P＜0.05）；应用Apocynin抑制前，GLP-1Ra组胰岛ROS水平明显低于T2DM组，并与N组差异无统计学意义（P＞0.05），应用Apocynin抑制后，各组间差异均无统计学意义（P＞0.05）。GLP-1Ra组胰岛NOX2水平较T2DM组下降（P＜0.05）。结论GLP-1Ra能抑制糖尿病大鼠β细胞的凋亡，抑制NOX2来源的ROS产生可能是重要的潜在机制之一。

糖尿病，2型；疾病模型，动物；胰高糖素样肽-1；NOX2；氧化应激；凋亡；利拉鲁肽；活性氧簇

抑制β细胞凋亡是预防和减缓2型糖尿病（T2DM）进展的根本，胰高血糖素样肽-1（GLP-1）受体激动剂（GLP-1Ra）——利拉鲁肽可显著改善2型糖尿病患者胰岛β细胞功能已获得共识，但其具体作用机制尚未明确。研究证实，高糖、高脂导致的氧化应激与β细胞凋亡密切相关，而GLP-1能降低氧化应激诱导的β细胞凋亡［1］。但GLP-1抑制β细胞活性氧簇（ROS）产生的机制尚不完全清楚。近年有研究证实，NADPH氧化酶（NOX）催化亚基（NOX2）是β细胞产生ROS的重要来源，抑制NOX2可减少ROS产生及β细胞凋亡［2］，且它能通过作用于NOX2-ROS轴发挥对心肌细胞的保护作用［3］。但GLP-1 Ra是否通过抑制β细胞NOX2水平最终达到已知的抑制ROS产生和减少β细胞凋亡的作用，目前尚少见相关研究。本研究旨在对该假设进行初步探讨，为寻找延缓糖尿病患者胰岛β细胞凋亡的治疗方法提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料8周龄清洁级SD大鼠购自北京华阜康生物科技股份有限公司。血糖试纸及血糖仪购自上海罗氏制药有限公司。利拉鲁肽由诺和诺德中国制药有限公司赞助。链脲佐菌素（STZ）购自美国Sigma公司。通用性免疫组化试剂盒购自美国Proteintech公司。微量注射器购自上海医用制品有限公司。RPMI 1640培养基、胎牛血清购自北京Solarbio科学技术公司；抗NOX2/gp91phox及cleaved caspase 3抗体购自美国Abcam公司。ROS检测试剂盒购自北京泛博生物化学有限公司；一步法TUNEL细胞凋亡检测试剂盒购自碧云天生物技术公司。

1.2 方法

1.2.1 T2DM大鼠模型的构建及分组36只SD大鼠适应性饲养1周，采用随机数字表法随机分为3组，每组12只。随机血糖＞11.1 mmol/L为造模成功。对照（N）组普通饲料喂养，剩余大鼠高糖高脂饮食喂养8周，致胰岛素抵抗，第9周应用小剂量STZ（30 mg/kg）尾静脉注射，1周内2次，2只大鼠血糖未达到成模标准予以剔除，成模率91.7%。造模成功后1周，22只大鼠根据血糖水平再随机分为T2DM组及GLP-1Ra组，每组11只。N组及T2DM组给予注射用水10 μL/d颈后皮下注射，2组均连续给予12周；GLP-1Ra组给予颈后皮下注射100 μg/（kg·d）GLP-1Ra 1周后，剂量增加至200 μg/（kg·d），连续给予11周。大鼠均分笼饲养，自由进食进水，并根据垫料情况每1～2 d更换垫料，保持笼内干燥。至实验结束，N组大鼠死亡1只，T2DM组死亡3只，GLP-1Ra组死亡2只。

1.2.2 血糖及生化指标监测各组大鼠每2周禁食12 h后应用罗氏血糖仪剪尾法测定血糖水平。比较各组大鼠造模前、造模后给药前（0周）及12周末血糖水平。12周末处死大鼠后取血，采用高压液相色谱分析法测定糖化血红蛋白（HbA1c），全自动生化分析仪测定丙氨酸转氨酶（ALT）、肌酐（CR）、尿素氮（BUN）、总胆固醇（TC）、三酰甘油（TG）、高密度脂蛋白胆固醇（HDL-c）和低密度脂蛋白胆固醇（LDL-c）水平。

1.2.3 胰腺组织取材及组织切片制备第12周末处死大鼠。迅速留取胰腺组织，取近胰头的1/2置于10%多聚甲醛溶液中进行固定，24 h后常规脱水透明，石蜡包埋，用于制备免疫组织化学切片。

1.2.4 大鼠胰岛的消化、提取与培养大鼠禁食12 h后用10%的水合氯醛腹腔注射麻醉。固定大鼠，用75%的乙醇消毒皮肤，取正中切口，逐层分离皮肤、肌肉，并暴露腹腔脏器。分离胆总管，于近肝门处以1号丝线结扎，并于近十二指肠乳头端放置1号丝线备用。破心放血处死大鼠。用0.45 mm的留置针由十二指肠乳头进针向胆总管内穿刺，视体积而定向胰腺内灌注约8～10 mL 1 g/L的Ⅴ型胶原酶，至胰腺完全膨胀。迅速完整切取胰腺，尽量剔除血管及脂肪组织，置于50 mL离心管中，（37±1）℃水浴17 min。冰浴下迅速倒入4℃的Hanks液约40～50 mL，终止消化。在15 mL的离心管中剧烈震荡胰腺组织，至呈泥沙状，转移至50 mL离心管中，冰浴10 min，待其静置分层，吸弃上层液体，加入40～50 mL Hanks液。重复2次。将所得消化物置于平皿上，体视显微镜下手工挑拣形状规则的圆形胰岛，放入含11.1 mmol/L葡萄糖的RPMI 1640培养基中，37℃含5%CO2的温箱孵育备用。

1.2.5 胰岛细胞凋亡检测和cleaved caspase 3水平测定（1）胰岛细胞凋亡检测。按一步法TUNEL细胞凋亡检测试剂盒说明书检测胰岛细胞凋亡，凋亡细胞核固缩，呈棕黄色。（2）胰岛cleaved caspase 3水平测定。用3%H2O2进行内源性过氧化物酶的封闭，用微波加热抗原修复，10%的山羊血清孵育，滴加一抗（浓度1∶200），4℃室温过夜。PBS缓冲液冲洗后滴加二抗，DAB显色，苏木素复染，常规封片。每只大鼠选择3张胰腺病理图片，每张随机取5个视野用Image-Pro Plus 6.0图像分析系统拍摄图片，并测定平均光密度（OD）值。

1.2.6 胰岛ROS水平测定摘取的胰岛在RPMI 1640培养基中孵育1 h，3组每只大鼠各取60个胰岛，分装入2个5 mL Ep管（每管30个胰岛）中，1 000×g离心10 s后弃上清液，然后加入新培养基。3组任选一个Ep管加入100 mg/L的Apocynin 200 μL，放入37℃温箱孵育3 h，按说明书装载DCFH-DA探针15 min。另一组直接加入稀释的DCFH-DA放入，37℃温箱孵育15 min。温育结束后吸弃上清液，用缓冲液洗涤2次，应用荧光显微镜观察（蓝光激发绿光），并拍摄图片。每组随机取5个视野，显色结果采用Image-Pro

Plus 6.0图像分析系统测定ROS水平。比较各组Apocynin干预（抑制）前、后的ROS水平。

1.2.7 胰岛NOX2免疫组织化学染色具体步骤同cleaved caspase 3水平测定，一抗浓度1∶150。阳性为棕黄色颗粒，位于胞浆。

1.3 统计学方法釆用SPSS 17.0软件进行统计分析。正态分布的计量数据采用均数±标准差表示，多组间均数比较用方差分析，组间多重比较采用LSD-t法；抑制前后相关指标比较用配对t检验。不符合正态分布时以M（P25，P75）表示，组间比较采用秩和检验。P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 各组大鼠血糖变化情况比较各组造模前血糖水平差异无统计学意义；造模后0周和12周，T2DM组及GLP-1Ra组高于N组（P＜0.05），且12周时GLP-1Ra组低于T2DM组（P＜0.05）。T2DM组和GLP-1Ra组HbA1c均高于N组，GLP-1Ra组低于T2DM组（P＜0.05）。见表1。

Tab.1Comparison of blood glucose levels before and after the experiment between three groups of rats表1 3组大鼠实验前后血糖水平的比较

Tab.1Comparison of blood glucose levels before and after the experiment between three groups of rats表1 3组大鼠实验前后血糖水平的比较

**P＜0.01；a与N组比较，b与T2DM组比较，P＜0.05

血糖（m m o l / L）组别N组T 2 D M组G L P -1 R a组F n 造模前5 . 3 8 ± 0 . 1 9 5 . 4 0 ± 0 . 6 0 5 . 4 5 ± 0 . 7 1 4 . 7 7 6 0周4 . 8 5 ± 0 . 2 0 1 9 . 2 9 ± 2 . 5 4 a 2 1 . 3 1 ± 1 . 5 2 a 1 3 7 . 7 6 6 * 1 2周5 . 0 0 ± 0 . 1 2 2 6 . 6 7 ± 0 . 7 4 a 2 1 . 5 8 ± 0 . 7 1 a b 1 8 3 4 . 2 7 8 * * H b A 1 c（%）2 . 5 0 ± 0 . 0 8 3 . 8 1 ± 0 . 1 5 a 2 . 7 3 ± 0 . 1 0 a b 1 4 8 . 5 7 1 * * 1 1 8 9

2.2 各组生化指标结果比较3组TC及LDL-c水平差异有统计学意义（P＜0.05），其中GLP-1Ra组TC、LDL-c水平均低于T2DM组（P＜0.05），见表2。

2.3 各组胰岛细胞凋亡及cleaved caspase 3水平比较（1）细胞凋亡。凋亡的胰岛细胞内见棕黄色颗粒，位于细胞核（红色箭头所示），见图1A。N组、T2DM组及GLP-1Ra组的平均OD值分别为0.225± 0.022、0.332±0.041及0.271±0.057（F=20.208，P＜0.05），其中T2DM组较N组增多，GLP-1Ra较T2DM组减少，2组均高于N组（P＜0.05）。（2） cleaved caspase 3水平。cleaved caspase 3阳性细胞内存在棕黄色颗粒，位于胞浆，见图1B。N组、T2DM组及GLP-1Ra组的平均OD值分别为0.747± 0.182、2.485±0.127及1.609±0.141（F=132.943，P＜0.05），其中T2DM组高于N组和GLP-1Ra（P＜0.05），但GLP-1组与N组差异无统计学意义。

2.4 GLP-1Ra对T2DM大鼠胰岛ROS的影响（1）3组间抑制前后比较。抑制前，T2DM组胰岛ROS水平高于N组和GLP-1Ra组（P＜0.05），但GLP-1Ra组与N组间差异无统计学意义（P＞0.05）；抑制后，3组间ROS水平差异无统计学意义（P＞0.05）。（2）各组内抑制前后比较。N组及T2DM组抑制后的ROS水平均低于抑制前（P＜0.05），GLP-1Ra组抑制前后ROS水平差异无统计学意义（P＞0.05）。见表3。

Tab.3Comparison of ROS levels of islets before and after treatment with Apocynin between three groups表3 各组Apocynin抑制前后胰岛ROS水平的比较

Tab.3Comparison of ROS levels of islets before and after treatment with Apocynin between three groups表3 各组Apocynin抑制前后胰岛ROS水平的比较

*P＜0.05，**P＜0.01；a与N组比较，b与T2DM组比较，P＜0.05

n t 8 9 5 . 1 3 6 * 6 . 0 5 4 * 1 . 6 9 0 1 1组别N组T 2 D M组G L P -1 R a组F抑制前0 . 7 7 1 ± 0 . 2 2 8 1 . 2 5 7 ± 0 . 2 9 0 a 0 . 7 6 6 ± 0 . 1 2 0 b 1 1 . 0 8 7 * *抑制后0 . 3 3 1 ± 0 . 0 7 1 0 . 6 4 2 ± 0 . 2 1 0 0 . 6 0 5 ± 0 . 2 3 1 3 . 5 3 9

2.5 GLP-1Ra对T2DM大鼠胰岛NOX2水平的影响各组大鼠胰岛组织细胞膜及胞浆中均可见棕黄色的阳性颗粒，见图2。N组、T2DM组及GLP-1Ra组NOX2的平均OD值分别为0.737±0.068、1.616± 0.101及1.020±0.258（F=26.036，P＜0.05），其中T2DM组最高，GLP-1Ra组次之，N组最低（P＜0.05）。

Tab.2Comparison of biochemical indicators between three groups of rats表2 各组大鼠生化指标的比较

3 讨论

研究证实，T2DM患者中β细胞的数量减少主要与β细胞的凋亡增加有关［4］。GLP-1Ra利拉鲁肽为一种新的降糖药物，加用治疗能使HbAlc下降1.26%～1.36%，且无低血糖等明显不良反应［5-6］。本研究结果显示，经过12周GLP-1Ra治疗，GLP-1Ra

组大鼠HbA1c水平较T2DM组下降约1.1%，显示出其良好的降糖效果。另有研究显示，GLP-1Ra在降血糖［7］的同时，可以减轻体质量［8-9］、降低血脂及改善胰岛功能等［10-11］。本研究结果显示，T2DM组大鼠TC及LDL-c水平较N组明显升高，而GLP-1Ra治疗后两者水平则明显降低，提示GLP-1Ra除能直接降血糖外，还可以改善血脂代谢。

此外，本研究显示，T2DM组较N组胰岛细胞凋亡明显升高，而经GLP-1Ra治疗后，胰岛细胞的凋亡率明显得到改善，这可能是GLP-1Ra降低血糖、改善胰岛功能的主要机制。多项研究已经证实，高糖及炎症等诱导的氧化应激过度激活是导致β细胞凋亡的重要原因［12-13］，且是糖尿病及其并发症的共同致病因素［14］。本研究显示，T2DM组胰岛ROS水平较N组升高，提示高糖状态下氧化应激被明显激活，而给予GLP-1Ra处理后胰岛内ROS水平下降，且与N组差异无统计学意义，提示GLP-1Ra具有良好的抗氧化作用。近年来应用Exendin-4（Ex-4，另一种GLP-1Ra）进行的相关研究结果已经证实，Ex-4可以通过减少c-Jun氨基末端激酶（JNK）和糖原合成激酶3β（GSK3β）的激活减少氧化应激诱导的β细胞凋亡［1］。但其抑制ROS产生的具体机制尚不明确。Syed等［15］研究证实，NOX2是糖尿病胰岛ROS产生的重要来源。Xiang等［16］应用基因敲除技术对NOX2-/-的C57BL/6大鼠进行相关研究显示，NOX2敲除后能通过降低ROS水平和免疫反应，减弱STZ诱导的严重的高血糖，减少胰岛细胞数量。另有研究证实，高糖可以激活INS-1 832/13细胞Apocynin敏感的NOX2，使INS-1细胞ROS水平升高约2倍，而NOX2在高糖导致的β细胞ROS的产生中起重要的作用［17］。针对心肌细胞进行的研究显示，GLP-1能通过作用于CML-NOX2-ROS轴抑制心脏的炎症前状态，发挥对心肌细胞的保护作用［3］，但在β细胞中的作用尚未明确。

本研究显示，与N组相比，T2DM组的NOX2水平明显升高，GLP-1Ra组较T2DM组下降，提示GLP-1Ra能减少高糖导致的胰岛内NOX2表达水平。同时，对各组大鼠摘取的胰岛进行ROS水平的测定结果同样显示，T2DM组大鼠胰岛的ROS水平较N组明显升高，GLP-1Ra组则明显降低，且与N组无差异。由于NOX2是胰岛内ROS产生的重要来源，由此推断，GLP-1Ra治疗对NOX2的抑制可能是GLP-1Ra组ROS水平下降的重要原因。进一步给予特异性NOX2抑制剂干预后结果显示，N组及T2DM组ROS水平有明显下降，且抑制后T2DM组与GLP-1Ra组水平差异无统计学意义，GLP-1Ra组抑制后ROS水平与抑制前差异无统计学意义，提示给予特异性NOX2抑制剂干预前，胰岛内的ROS已被GLP-1Ra明显抑制，而且这些ROS主要为NOX2来源，因此继续应用NOX2抑制剂后才未显示出进一步的明显的降低。

综上所述，GLP-1Ra可能通过抑制NOX2来源的ROS产生，从而减少β细胞凋亡，这为寻找延缓T2DM患者β细胞凋亡的方法提供了思路。

（图1～2见插页）

［1］Kim，JY，Lim DM，Moon CI，et al.Exendin-4 protects oxidative stress-induced beta-cell apoptosis through reduced JNK and GSK3beta activity［J］.J Korean Med Sci，2010，25（11）:1626-1632. doi:10.3346/jkms.2010.25.11.1626.

［2］Jiao J，Dou L，Li M，et al.NADPH oxidase 2 plays a critical role in dysfunction and apoptosis of pancreatic beta-cells induced by very low-density lipoprotein［J］.Mol Cell Biochem，2012，370（1-2）:103-113.doi:10.1007/s11010-012-1402-z.

［3］Emmens RW，Baylan U，Naaijkens B，et al.The GLP-1 analogue li⁃raglutide decreases the pro-inflammatory status of the heart in dia⁃betes［J］.Eur Heart J，2013，34:1755.

［4］Butler AE，Janson J，Bonner-Weir S，et al.Beta-cell deficit and in⁃creased beta-cell apoptosis in humans with type 2 diabetes［J］.Dia⁃betes，2003，52（1）:102-110.doi:10.2337/diabetes.52.1.102.

［5］Henry RR，Buse JB，Sesti G，et al.Efficacy of antihyperglycemic therapies and the influence of baseline hemoglobin A（1C）:a metaanalysis of the liraglutide development program［J］.Endocr Pract，2011，17（6）:906-913.

［6］Zinman B，Schmidt WE，Moses A，et al.Achieving a clinically rele⁃vant composite outcome of an HbA1c of＜7%without weight gain or hypoglycaemia in type 2 diabetes:a meta-analysis of the liraglutide clinical trial programme［J］.Diabetes Obes Metab，2012，14（1）:77-82.doi:0.1111/j.1463-1326.2011.01493.x.

［7］Vilsbøll T，Brock B，Perrild H，et al.Liraglutide，a once-daily hu⁃man GLP-1 analogue，improves pancreatic B-cell function and ar⁃ginine-stimulated insulin secretion during hyperglycaemia in pa⁃tients with type 2 diabetes mellitus［J］.Diabet Med，2008，25（2）: 152-156.doi:10.1111/j.1464-5491.2007.02333.x.

［8］Li CJ，Yu Q，Yu P，et al.Changes in liraglutide-induced body com⁃position are related to modifications in plasma cardiac natriuretic peptides levels in obese type 2 diabetic patients［J］.Cardiovasc Dia⁃betol，2014，13:36.doi:10.1186/1475-2840-13-36.

［9］Marre M，Shaw J，Brändle M，et al.Liraglutide，a once-daily human GLP-1 analogue，added to a sulphonylurea over 26 weeks produces greater improvements in glycaemic and weight control compared with adding rosiglitazone or placebo in subjects with Type 2 diabe⁃tes（LEAD-1 SU）［J］.Diabet Med，2009，26（3）:268-278.doi: 10.1111/j.1464-5491.2009.02666.x.

［10］Du Q，Wang YJ，Yang S，et al.Liraglutide for the treatment of type 2 diabetes mellitus:a meta-analysis of randomized placebo-con⁃

trolled trials［J］.Adv Ther，2014，31（11）:1182-1195.doi:10.1007/ s12325-014-0164-2.

［11］McGill JB.Insights from the liraglutide clinical development program—the liraglutide effect and action in diabetes（LEAD）studies［J］.Postgrad Med，2009，121（3）:16-25.doi:10.3810/pgm.2009.05.1998.

［12］Ihnat MA，Thorpe JE，Kamat CD，et al.Reactive oxygen species me⁃diate a cellular'memory'of high glucose stress signalling［J］.Diabe⁃tologia，2007，50（7）:1523-1531.

［13］Bhor VM，Raghuram N，Sivakami S.Oxidative damage and altered antioxidant enzyme activities in the small intestine of streptozotocininduced diabetic rats［J］.Int J Biochem Cell Biol，2004，36（1）:89-97.

［14］Brownlee M.The pathobiology of diabetic complications:a unifying mechanism［J］.Diabetes，2005，54（6）:1615-1625.

［15］Syed I，Kyathanahalli CN，Jayaram B，et al.Increased phagocytelike NADPH oxidase and ROS generation in type 2 diabetic ZDF rat and human islets:role of Rac1-JNK1/2 signaling pathway in mi⁃tochondrial dysregulation in the diabetic islet［J］.Diabetes，2011，60（11）:2843-2852.doi:10.2337/db11-0809.

［16］Xiang FL，Lu X，Strutt B，et al.NOX2 deficiency protects against streptozotocin-induced beta-cell destruction and development of di⁃abetes in mice［J］.Diabetes，2010，59（10）:2603-2611.doi:10.2337/ db09-1562.

［17］Mohammed AM.Kowluru A.Activation of apocynin-sensitive NADPH oxidase（Nox2）activity in INS-1 832/13 cells under gluco⁃toxic conditions［J］.Islets，2013，5（3）:129-131.doi:10.4161/isl.25 058.

（2015-09-14收稿 2015-10-30修回）

（本文编辑 陆荣展）

Glucagon-like peptide 1 receptor agonist protects high-glucose induced β cells apoptosis via inhibition of NOX2-dependent ROS production

DING Min，LI Chunjun，XING Yunzhi，YU Qian，WANG Penghua，YU Demin△
Metabolic Diseases Hospital&Tianjin Institute of Endocrinology，Tianjin Medical University/Ministry of Health Key Laboratory of Hormones and Development，Tianjin 300070，China△

ObjectiveTo investigate the possible mechanisms of glucagon-like peptide 1 receptor agonists（GLP-1Ra）protection against hyperglycemic induced beta cell apoptosis through depression of NOX2-dependent ROS production. MethodsThe rat model of type 2 diabetes（T2DM）was established by injecting small doses of streptozotocin（STZ）fol⁃lowed by 8-week high fat diet.The experimental animals were divided into three groups:normal control（N）group，diabetes（T2DM）group and GLP-1Ra group［treated with liraglutide 200 μg/（kg·d）for 12 weeks］.The blood glucose levels were compared before and after modeling，before treatment and 12-week after treatment with GLP-1Ra.The level of glycosylated hemoglobin（HbA1c）was detected by high-pressure liquid chromatography.Automatic biochemical analyzer was used to de⁃tect levels of aspertate aminotransferase（AST），creatinine（CR）and urea nitrogen（BUN）.The apoptotic rates of islets were determined by TUNEL method and cleaved caspase 3 was detected by immunohistochemistry.DCFH-DA fluorescent probe was used to detect reactive oxygen species（ROS）levels of islets.Levels of NADPH oxidase（NOX）catalytic subunit（NOX2）in islets were measured by immunohistochemistry.ResultsAt the end of the study，glycemic control（average blood glucose/ week and HbA1c）and lipid situation were improved significantly in the GLP-1Ra group than those of N group（P＜0.05）. TUNEL staining and displayed that β cell apoptotic and cleaved caspase 3 level were significantly decreased in GLP-1Ra group compared to those of T2DM group（P＜0.05）.ROS levels were significantly decreased in GLP-1Ra group than those of T2DM group before treatment with Apocynin，but no significant difference between GLP1-Ra group and N group（P＞0.05）. After application Apocynin for inhibition，there were no significant differences between three groups（P＞0.05）.The level of NOX2 was significantly lower in GLP-1Ra group compared to that of T2DM group（P＜0.05）.ConclusionGLP-1Ra can inhibit apoptosis of β cells in diabetes rat，and the depression of NOX2-dependent ROS may be one of the important underly⁃ing mechanisms.

diabetes，type 2；disease models，animal；Glucagon-like peptide-1；NOX2；oxidative stress；apoptosis；liraglutide；ROS

R587.1

A

10.11958/j.issn.0253-9896.2015.11.001

国家自然科学基金青年科学基金项目（81300663）；天津市卫生局科技基金（2013KZ098）

天津医科大学代谢病医院，卫生部激素与发育重点实验室（邮编300070）

丁敏（1981），女，主治医师，主要从事糖尿病及其并发症相关机制的研究

△通讯作者E-mail:yudemintij@126.com