植物腺毛的研究进展

刘莉成，刘潺潺，吴啟南

南京中医药大学药学院，江苏省中药资源产业化过程协同创新中心，中药资源产业化与方剂创新药物国家地方联合工程研究中心，江苏 南京 210023

毛状体是在一些植物表面发现的毛发状结构，由植物地上部分的表皮细胞特化而来。据文献[1]，毛状体有腺性和非腺性、单细胞与多细胞、弯曲或直立、分支或不分支等多种描述标准，比如拟南芥的毛状体细胞为非分泌型单细胞，而番茄的毛状体类型较多，主要为分泌型多细胞。分泌型腺毛作为植物表皮的一种外分泌结构[2]，具有分泌并储存大量次生代谢产物的能力。据统计[3]，腺毛存在于近30%的维管植物地上部分的表面。它们种类繁多，形态各异，在植物界中的分布较为复杂广泛[4]，且有一定的植物分类学意义[5]。

近年来，随着科学技术的发展，腺毛的科学研究也越来越丰富，腺毛的转录组、代谢组、蛋白组数据也被不断挖掘，成为植物学、农学等领域关注的热点。此外，腺毛作为一些中药药效成分合成的载体，在中药学研究领域的地位也愈来愈重要。本文围绕腺毛的形态、生物学功能、生长发育、次生代谢这几方面展开，旨在简要论述腺毛的研究进展，并为后续科学研究提供一定的参考。

1 腺毛的形态

腺毛作为一种解剖学结构，其表面形态各异且内部结构复杂多变，因此常常依据其基本的组成——头细胞、柄细胞和基底细胞所构成的具体形状而命名[6]。在已发现的各类植物中，有树突状、叶片状、盾状、头状、近无柄头状、无柄头状、凹陷状、棍棒状、桶状、指状、圆柱状等多种形状的腺毛[7-16]，它们广泛分布在多个科、属植物的表面的多个器官上，包含叶、茎、叶柄、萼片、花瓣、果实和种子等。同一植株上可能存在有不同种类的腺毛，也可能只存在一种类型的腺毛；同一植物的不同器官上，腺毛的结构和类型也往往会呈现多样性。例如在植物黄花蒿Artemisia annuaL.中，腺毛是由2 个基底细胞、2 个柄细胞、4 个近头部细胞和2 个头部细胞组成的10 细胞双列半透明状[17]；在烟草Nicotiana tabacumLinn.中，腺毛主要是无分支的头状腺毛，由多细胞的柄部和单细胞或多细胞的头部组成[18]；啤酒花Humulus lupulusL.腺毛一般为盾状，头部不透明且明亮，周围有一层半透明的边缘[19]；番茄Lycopersicon e sculentumMiller.中I、IV、VI、VII 型为或长或短的头状腺毛[20]。不同科、属植物的腺毛形态见表1。

表1 植物中腺毛的形态Table 1 Morphology of glandular trichomes in plants

2 腺毛的生物学功能

2.1 防御作用

腺毛作为植物体和外界环境之间存在的一层机械屏障[35]，是植物阻挡外界侵袭的第一道防线。在一项实验室试验中[36]，实验人员将毛虫置于遍布腺毛的叶片和经过乙醇处理的叶片上进食时，发现在没有腺毛的叶片上，毛虫的进食时间更早，存活率更高，这表明叶片表面密集的腺毛在一定程度上阻隔了毛虫的攻击。Silva 等[37]将不同基因型的番茄叶片和蚜虫分别置于不同的培养皿中，发现腺毛密度较高的杂交系后代LA-1401 的培养皿中若虫和成虫数量较低，这表明腺毛的存在可以直接抵抗绿桃蚜对叶片的侵袭。

腺毛产生的次生代谢产物能够抵御病原体和食草动物[38]。例如，番茄Ⅳ型腺毛能够分泌黏性物质，困住真菌小蚊蚋，降低小型节肢食草动物的灵活性[39]；耧斗菜的黏性腺毛能够通过吸引和杀死小昆虫来加强间接防御[40]；烟草中定位于短柄腺毛的叶状蛋白可以抑制其叶片表面寄生虫孢子的萌发从而降低叶片表面被侵染的几率[41]；番茄的腺毛在遭遇外界刺激时产生了高水平的不饱和脂肪酸、氧化脂质和谷胱甘肽，从而维持了植物的生理生化稳态[42]；部分植物叶片表面的盾状腺毛和头状腺毛是降低大气臭氧毒性的主要因素，且能在臭氧进入叶片前起到中和臭氧的化学屏障作用[43]。此外，植物的腺毛还可以与绿色猞猁蜘蛛兼性共生共同保卫植物[44]；通过介导植物、食草动物及其天敌之间的相互作用平衡植物体营养的吸收[45]等。

2.2 降毒作用

腺毛细胞作为一个储藏腔，能够吸收许多非生物活性的化合物，从而在植物遭受外界胁迫时起到一定降低体内毒性的作用。例如，拟南芥的非分泌型腺毛可以在植物遭受到重金属胁迫时，大量吸收积累金属镉从而修复植物[46]；蜈蚣凤尾蕨Pteris v ittataL.的腺毛能够积累重金属砷，保护植物免受砷的污染[47]；莼菜Brasenia schreberiJ.F.Gmel.成熟的腺毛具有较强的渗透性，能够吸收离子，保护植物免受重金属盐等的伤害[48]。

3 腺毛的生长发育

3.1 腺毛生长发育的形态学研究

腺毛多变的形态及其丰富的内含物暗示着它们的生长过程可能蕴含着多条发育途径[49]。通常地，腺毛的原始细胞起源于原表皮，原始细胞产生后，向外部突起，先经平周分裂形成基细胞和顶细胞，顶细胞再分裂成为柄细胞和头细胞。柄细胞的不同形态影响着头细胞的分裂，从而使得腺毛分化成不同的类型[50]。以盾状腺毛为例，头部细胞最初为圆球形，其中的分泌细胞横向扩展，使得头部扁平，随后分泌细胞外侧的角质层与细胞壁分离，形成角质层下间隙，分泌细胞的分泌物存储在此间隙中[51]。

对于唇形科、菊科、茄科植物体上的腺毛的形态发育，已有一些报道，腺毛的原始细胞都源于叶的原表皮细胞，经过平周分裂，形成基细胞、柄细胞和头细胞的纵列，故它们的早期发育相同。但关于不同种类腺毛在生长发育中的共性、差异、机制及同一植株为何会分化出不同种类的腺毛尚未有明确的报道。

近年来，科研人员发现植物表皮细胞参与腺毛的形成和角质层的发育[51]。有研究表明，白桦树叶片在气候变化的情况下，不仅腺毛的密度有所改变，叶片表面角质层蜡质的化学组成也发生了相应的变化[52]；番茄的角质缺失突变体pe（sticky peel）和cd2（Cutin Deficient2）降低了腺毛的密度，改变了角质层的生物合成成分[53]。因此，角质层的发育是否会影响腺毛的形成值得深入探究。

3.2 腺毛生长发育的内在机制

腺毛的生长过程可以依据植物的物种、品种、部位和环境条件的变化而变化。野生番茄较栽培番茄的腺毛密度更大，且野生番茄VI 型腺毛的头细胞是一个近乎完美的球形[54]。在不同的发育时期，腺毛的密度有所不同，研究发现许多植物在幼叶、茎尖、花蕾处的腺毛密度较成熟的叶、茎、花的密度更大[52,55]；且同一叶片在其正反面、边缘与中央不同位置的腺毛密度也不尽相同，其中尤以番茄、黄花蒿为代表。此外，也有学者通过构建重组自交系群体，定位与腺毛的形状[54]、密度[56]相关的数量性状基因座，从而确定影响腺毛集聚的代表性基因。

腺毛的形成及其分布都蕴含着复杂的分子遗传学机制[57-59]。拟南芥作为单细胞非分泌型腺毛的模式植物，调节其毛状体生长发育的分子机制已被研究得较为透彻，其中较为著名的为激动剂-抑制剂模型[60]。其中，正向调控因子主要包括编码R2R3-MYB（R2R3 v-myb avian myeloblastosis viral oncogene homolog）家族的GL1、MYB23、MYB5，编码bHLH（basic helix-loop-helix）蛋白家族的GL3、EGL3、TT8、MYC-1 和编码WDR（WD40-repeat）蛋白家族的TTG1[61]。这3 个家族的蛋白可组成三聚物MBW（MYB-bHLH-WD40）共同调控拟南芥中的毛状体且该三聚物可激活下游基因GL2 从而启动毛状体分化[62-63]。此外，在毛状体生长过程中，编码WRKY 蛋白的转录因子TTG2 能和GL2 共同维持毛状体的正常生长和分支[64]。负调控因子主要是一些MYB蛋白家族的转录因子，如TRY、CPC、ETC1、TCL1 和TCL2 等[60,65-66]。

虽然通过同源序列比对等现代分析方法，发现在其他植物中这些蛋白家族的转录因子或多或少地都会调控腺毛的生长发育，但是多细胞腺毛与单细胞腺毛的分子调控机制模式仍有所区别[67]。多细胞腺毛的代表性植物有番茄、黄花蒿、烟草、黄瓜Cucumis sativusL.等。如图1 所示，即为目前植物拟南芥、黄花蒿和番茄中已有研究的转录因子，深色部分为在三者中有重叠交叉的蛋白家族，连线代表有相互作用。

图1 植物中转录因子蛋白家族的调控作用Fig.1 Regulation of transcription factor protein family in plants

自黄花蒿的遗传转化体系构建完成后，针对影响黄花蒿腺毛发育和其内含物青蒿素的生物合成的分子机制被深入研究。研究表明[17]，沉默基因TAR1（trichome and artemisinin regulator 1）不仅会使腺毛发育异常，包括分泌细胞顶部的膨胀和细胞数量的下降，还会使叶片表皮渗透性提高并增加叶片近轴侧的蜡质沉积。AaMIXTA1作为MYB 家族的一员，在黄花蒿腺毛的基细胞中表达，调控角质层的生物合成，促使腺毛的起始，且不会对腺毛形态产生影响[68]。尽管AaMIXTA1并没有直接调控TAR1，但是由于TAR1影响腺毛的形态而非腺毛的密度，因此它位于AaMIXTA1 的下游。近来，在黄花蒿中，有学者[69]发现了一个新型转录因子——AaHD8 能与AaMIXTA1 蛋白相互作用形成HD-ZIP IV/MIXTA 复合物，增强其转录活性，并通过正向调控AaHD1的表达，直接促使腺毛的起始（表2）。

番茄SRA1（ specifically Rac1-associated protein）基因在五聚体WRC（WAVE regulatory complex）中有着核心的作用，不仅介导三磷酸尿苷水解酶（GTPase）接收来自质膜的激活信号，还与WAVE 结构域上的C 端VCA 域相互作用，直接激活ARP2/3 复合物，从而引发肌动蛋白聚合，构成细胞骨架，更是参与了倍半萜和黄酮的生物合成[70]。同时，Woolly、Hair 和 SIMYC1等转录因子对番茄Ⅵ型腺毛的发育具有正向的调控作用[71-73]。具体见表2。

表2 腺毛发育过程中的关键转录因子Table 2 Key transcription factors in development of glandular trichomes

此外，黄瓜的腺毛调控模型也有研究者提出并总结[67]，具体可分为参与腺毛发育和表皮细胞起始这2 部分，共有5 个基因的相互作用，此发现将对黄瓜育种具有指导性意义。

3.3 腺毛生长发育的外源调控

在自然条件下，植物总是暴露于环境的压力之中。干旱、水、盐、高温胁迫下，植物会形成相应的防御机制而维持正常的生命活动，这也使得在一些环境因子的作用下，腺毛的形态、密度以及内含物都会受到一定的影响[74-75]。例如，与野外生长相比，室内生长的薄荷中的萜类物质一般含量较高；在这两种环境下，大多数基因都受到紫外线B 照射处理的调控，且紫外线B 照射对薄荷精油生物合成相关基因的表达有相应的调节作用[76]。在荆芥中，经过盐处理后，特别是在中度和重度浓度下，叶片两侧总腺毛的密度提高，并且植株生长和次生代谢被显著影响[77]。室外田间试验条件下，增强空气湿度即降低叶片表面蒸汽压差，这使得白桦树叶片腺毛密度降低，也使得腺毛中三萜和黄酮的含量降低[52]。

腺毛的起始需要多种植物激素信号，其中包括赤霉素（gibberellins，GAs）、细胞分裂素（cytokinin，CKs）、茉莉酸盐（jasmonates，JAs）、水杨酸（salicylic acid，SAs）等，且这些激素是植物对非生物胁迫反应的关键信号调节因子[78]。在番茄中，外源施用JAs 可以使其腺毛密度显著增加，尤其是Ⅵ型腺毛的密度[79]。在烟草中，HD-ZIPs 基因家族在不同的非生物胁迫下有动态转录的变化，大部分HD-ZIP 家族的基因对高温较为敏感，而对低温和渗透胁迫不太敏感[80]。GIS（glabrous inflorescence stem）蛋白需要响应GAs 信号来控制烟草腺毛的起始化，能够显著影响赤霉素生物合成标记基因的积累和表达，还可能会导致整个植株生长成熟的变化[18]。

4 腺毛的次生代谢产物及其合成

腺毛素来有“细胞工厂”之称，尽管它们的体积较小，却能够大量合成、储存和释放许多类型的次生代谢产物，是某些药用植物有效成分的主要载体，具有重大的研究意义。而且，腺毛易于分离富集的特点使得其作为研究对象目的性更加明确，背景数据干扰更少。例如，诺贝尔奖得主屠呦呦发现的青蒿素是在黄花蒿的腺毛中产生的一种倍半萜内酯，可用作替代的抗疟疾治疗药物[81]；中药荆芥植株表面的盾状腺毛中含有大量的挥发油，为其主要药效成分[82]。腺毛中多样性的代谢产物与其相关酶构成了复杂的代谢网络[83]，本文以腺毛中报道的较多的几类成分为例，阐述腺毛中次生代谢产物及其合成。

4.1 萜类的次生代谢产物及其合成

萜类化合物是植物中存在的一类最广泛、种类最多的特殊次生代谢产物，包括单萜、倍半萜和二萜等，它们广泛地存在于药用植物之中[84]。在适当的培养条件下，烟草腺毛中合成的两种类型的二萜，可占叶片干质量的10%以上[85]。其中，冷杉醇作为一种重要香味的前体物质，其生物路径上催化合成前体 8-OH-CPP （8-α-hydroxy-copalyl diphosphate）的关键酶基因CPS2（copalyl diphosphate synthase 2）和ABS（kaurene synthase-like synthase）均在腺毛中优先表达[86]。二萜类化合物是鼠尾草属植物腺毛中的丰富代谢产物[87]，尤以鼠尾草酸为代表，所有参与其生物合成的已知基因，包括编码2-甲基-D-赤藓糖醇-4-磷酸（MEP）上游途径和二萜特异性途径的酶，都在腺毛转录组中高度表达[88]。地椒的3 种腺毛均能分泌挥发油，Jia等[2]共鉴定出68 种化学成分，主要成分为芳樟醇。薄荷的腺毛富集了大量的薄荷醇，在已发表的薄荷腺毛转录组数据集中，催化单萜类特异性反应的基因均有显著的高度表达[89]；Jin 等[90]对薄荷盾状腺毛和无盾状腺毛的叶肉组织进行比较转录组测序分析，结果发现被鉴定的3919 条序列中，近67%存在明显差异，其中涉及萜类化合物合成代谢等多个过程。此外，苍耳在腺毛中合成并储存倍半萜内酯[91]，编码倍半萜类特异性酶的转录本在腺毛转录组中高度丰富[92]。

在薄荷与留兰香的单萜合成路径上，以柠檬烯为底物时，不同活性的柠檬烯羟化酶会使产物在不同属植物中产生多样性[93]。第一个腺毛的表达序列标签（express sequence tag，EST）测序项目早于20年前就已在薄荷中进行[94]，随着蛋白组学和基因组学的发展，EST 测序对于纯化腺毛产生的序列集合已被证明对通路基因的鉴定和表征是有用的。啤酒花腺毛EST 数据集中含有丰富的萜类生物合成酶，几乎涵盖了MEP 途径上的所有步骤[95]。其中，牻牛儿基焦磷酸合成酶（GPPS）的小亚基调节着异质二聚体的活性，利于生成牻牛儿基焦磷酸（GPP）而非牻牛儿基牻牛儿基焦磷酸（GGPP），从而促进啤酒花腺毛中单萜的生成[19]。玄参科金鱼草Antirrhinum majusL.的GPPS基因小亚基与罗勒的萜烯合成酶在番茄果实中共表达与单独的萜烯合酶相比，单萜的积累较之前有所增加[96]。

4.2 黄酮类的次生代谢产物及其合成

黄酮类化合物是一类由苯丙素起始的植物次生代谢产物，在腺毛中有着抗菌、抗炎等现代药理作用[97]。根据不同的结构，可分为黄烷酮、黄酮、黄酮醇、黄烷醇、花青素及紫檀素类等[98]。在查耳酮合成酶的催化作用下，p-香豆酰辅酶A 可与丙二酰辅酶A一步步环化生成柚皮素查耳酮。该前体物质可以通过进一步的反应，在番茄的腺毛中合成芸香苷[99]；在木本植物红景天Phillyrea latifoliaL.的腺毛中合成木犀草素-7-O-β-D-葡萄糖[100]；而在啤酒花的腺毛中合成黄腐酚[101]。

有研究表明[102-103]，野生番茄腺毛中特异的3-O-甲基转移酶会导致其黄酮苷元上的高度甲基化，生成3,7,3′-O-三甲基杨梅素、3,7,3′,5′-O-四甲基杨梅素和3,7,3′,4′,5′-O-五甲基杨梅素，从而促使黄酮类化合物的不断积累与存储。大麻腺毛中的大麻酚在OLS、OAC 等一系列酶的催化作用下，可随之环化、氧化成大麻素，具有明显的临床功效[104]。而柚皮素查耳酮在去甲基黄腐酚6′-O-甲基转移酶的作用下，则可以在啤酒花腺毛中进一步合成。

4.3 其他的次生代谢产物及其合成

一些其他类别的次生代谢产物，诸如苯丙素类、酰基糖类、脂类等在植物的腺毛中也存在着并且发挥着不同的作用。罗勒的腺毛中富含有大量的苯丙烯类精油，主要为丁香油酚和胡椒酚，有较强的防腐和抗菌的作用。通过对罗勒的腺毛以及去除腺毛的叶片进行比较转录组测序，发现丁香油酚的生物合成途径中前体物质松柏醇在腺毛特异性乙酰基转移酶（ObCATT1）的作用下生成乙酸松柏酯，从而进一步合成丁香油酚[105]。在茄属植物中，酰基糖是由蔗糖与乙酰辅酶A 经过一个较短的生物途径所合成的，有学者[106-107]发现反应中涉及的甜菜碱醛脱氢酶（BADH）酰基转移酶对于酰基糖化合物不同酰基化位点的作用，会使腺毛产生多种的分泌物。

5 展望

各种类型腺毛的形态、次生代谢产物都是植物在长期适应生活环境过程中所演化出来的特征，在植物的生长发育和抵御病虫害等方面发挥着重要的生物学功能。最早，人们利用传统解剖学方法对腺毛的形态、生长发育和分泌物等进行了系统的观察和初步的了解。近10年来，随着各种组学的快速发展以及腺毛分离技术的革新，定性定量分析腺毛内特异性化合物及动态分析其代谢过程有了较大的进展。同时，随着分子生物学、细胞生物学、基因组测序等技术的推进，对于模式植物/模式药用植物腺毛的生长发育机制的研究也有了一定的进展，但由于非模式植物腺毛研究的相关背景数据较少，所以，腺毛生长发育及次生代谢产物合成的机制研究仍是接下来研究的重点和难点。因此，结合现有的技术，植物腺毛未来的研究方向还有以下几种。

5.1 腺毛的碳来源和能量

显然地，植物次生代谢产物的生物合成需要初生代谢提供相应的前体和能量。虽然腺毛的光合作用可能起到支持新陈代谢的作用，但摄入一种叶肉中的低聚糖并随后进行生化转化可能是腺毛代谢存在的另一种机制[108]。有学者[42]利用多组学分析和13C 标记的方法，发现番茄的Ⅵ型腺毛从叶片的蔗糖中获取碳来源，腺毛构成了一个强大的光系统基因高度表达的蔗糖库[42]。而薄荷的盾状腺毛作为典型的非光合腺毛，碳来源为叶片中的三糖—棉子糖，且通过萜烯合成酶的催化，后续的氧合、氧化和还原作用，最终形成了单萜[109]。这2 种假定的腺毛代谢模型被一些学者相继提出[42]。在过去的几年里，有一些植物的基因组级模型已经被用来模拟拟南芥、玉米和水稻叶肉细胞的代谢能力[110]。这些模型通过通量平衡分析的变化，利用化学计量学的代谢网络来识别代谢通量的首选生物路径[111]。这种通量平衡的分析方法最近被用于开发第一个腺毛特异性模型—薄荷，是目前跨物种腺毛代谢元分析的基础。因此，该建模在预测光合或异养腺毛代谢中碳通量分布具有一定的可行性。

5.2 腺毛的运输蛋白

代谢物需要从分泌细胞运输到胞外存储空间或细胞外表面，从而作为“植物屏障”而产生作用[112]。采用透射电子显微镜能够观察到可能存在的专门用于运输的亚细胞结构，如薄荷中的光滑型内质网[113]等。虽然许多化合物能够在细胞膜上扩散，但是本质上还需要主动转运来维持它们在细胞内的低浓度，从而避免可能存在的细胞毒性并反向激活化合物的合成[114]。尽管此猜想仍需进一步地验证，但事实上一些转运蛋白在腺毛中有高度且特异地表达。脂质转运蛋白参与了植物表皮的角质和蜡质代谢，在腺毛代谢物的运输中也起到一定的作用[115]。例如，烟草LTP1（lipid transfer protein 1）基因编码一种腺毛特异性脂质转运蛋白，据研究[116]，该蛋白在烟草长柄状腺毛中特异性表达，参与了腺毛头部脂质代谢物的运输；甘蓝型油菜中的LTP2（lipid transfer protein 2）基因在叶表皮和腺毛中高度表达，并能够显著影响腺毛的密度和其内含物的浓度[117]。

5.3 腺毛的单细胞测序研究

单细胞测序以单个细胞为单位，通过全基因组或转录组扩增，进行高通量测序，能够揭示单个细胞的基因结构和基因表达状态，正成为生命科学研究的焦点[118]。目前，针对植物的单细胞分析研究具有较大的潜力[119]，可进行植物生长发育的动态研究并定位局部细胞对于环境压迫的响应，而难点在于单个细胞的获取及分离、单细胞基因组和转录组的扩增等[120]。多细胞的腺毛作为药用植物的品质载体，各个细胞间可能存在一些功能上差异，单细胞测序技术将有利于揭示腺毛特异性的基因和酶在其异质性细胞中调节代谢的功能，从而更进一步加深人们对于腺毛的认识和理解。

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