小鼠耳芥PEBP基因家族全基因组鉴定及表达分析

李永光，金玉环，郭力，艾昊，李瑞宁，黄先忠,3

小鼠耳芥PEBP基因家族全基因组鉴定及表达分析

李永光1,2，金玉环1，郭力1，艾昊2，李瑞宁2，黄先忠2,3

1. 石河子大学生命科学学院，石河子 832003 2. 安徽科技学院农学院，凤阳 233100 3. 石河子大学生命科学学院，植物基因组学实验室，石河子 832003

PEBP (phosphatidylethanolamine-binding protein)家族包含保守的磷脂酰乙醇胺结合蛋白结构域，其中FT和TFL1蛋白构成植物成花素–反成花素系统调控植物的开花时间和株型结构被广泛关注。小鼠耳芥()是早春短命植物，生长在古尔班通古特沙漠南缘荒漠地带，对环境具有较好的适应性。本研究对小鼠耳芥PEBP基因家族进行全基因组鉴定，发现其基因组包含11个基因(1个2个、2个、2个、2个和2个)，均由4个外显子与3个内含子组成。共线性分析表明，小鼠耳芥与拟南芥()、琴叶拟南芥()基因间存在11对共线性关系，PEBP家族在小鼠耳芥基因组中发生了明显的扩张，并且基因复制类型为全基因组复制/片段复制。组织表达分析发现在种子中高表达，和主要在花和果荚中表达，在茎尖中高表达，但在根中高表达。进一步分析了6个基因在4种非生物胁迫下的表达特征，发现在10% PEG6000模拟干旱胁迫下，基因整体上调表达，在低温(4℃)胁迫下整体下调表达。在盐胁迫(250 mmol/L NaCl)下，/下调表达，/先下调表达后上调表达，而/明显上调表达。高温(40℃)胁迫下，/和/显著下调表达，但/上调表达。综上，/在盐、干旱和高温胁迫下均显著上调表达。蛋白互作网络分析表明，ApPEBP主要与开花通路中的相关蛋白及核糖体蛋白互作。推测基因在小鼠耳芥响应荒漠逆境调节生长发育、开花转变过程中起着重要的作用。

短命植物；小鼠耳芥；开花转变；PEBP；逆境

PEBP (phosphatidylethanolamine-binding protein)蛋白含有磷脂酰乙醇胺结合蛋白保守结构域[1]，在开花转变及株型结构建立中起着重要的作用[2]。进化分析表明，PEBP家族主要分为3个亚家族：MOTHER OF FT AND TFL1 (MFT)、FLOWERING LOCUS T (FT)和TERMINAL FLOWER 1 (TFL1)[3]。拟南芥() PEBP家族含有6个成员：、、()、、()和()。进化分析发现是和的祖先[3]，MFT蛋白通过负反馈回路调控ABA信号控制种子的萌发[4]。FT和TFL1蛋白构成植物成花素–反成花素系统主要组分，调控植物开花时间和株型结构[5,6]。除此之外，还能够调控拟南芥气孔开放[7]和杂种优势[8]、马铃薯()的结薯[9]、洋葱()鳞茎的形成[10]和蔗糖的运输[11]等。的功能和相反，抑制开花转变[12]。近年来研究发现，还能调控种子的发育[13]。

在长日照条件下，表达量升高，在叶片韧皮部的伴胞细胞中被转录和翻译为FT蛋白并通过韧皮部转运到茎尖[14,15]，之后其与14-3-3蛋白、bZIP转录因子FD蛋白相互作用形成成花素激活复合物，诱导花分生组织特征基因的表达，如()和()，从而促进开花转变[16,17]。在短日照条件下TFL1与FD形成复合物，并通过拮抗FT-FD成花素激活复合物来延迟开花[18]。虽然TFL1-FD作为共抑制子，FT-FD作为共激活子共同调控植物生长，但由于TFL1-FD和FT-FD复合物只存在于极少数细胞类型中，并且蛋白质丰度低，因此对TFL1-FD和FT-FD复合物在体内的作用机制、拮抗作用仍然了解较少。近年来，多个课题组通过ChIP-seq鉴定了大量FD或TFL1结合位点及早期TFL1-FD直接抑制的靶标[19～21]，说明TFL1-FD复合物作用的复杂性。

短命植物是一种生长于干旱荒漠地区能利用早春雨水或雪水在夏季干旱到来之前完成生活周期的植物类群，被称为演替过程中的先锋植物，某些极端环境的开拓者[22,23]。目前的研究多集中在短命植物适应荒漠环境的生理生态学方面，但对其与环境相适应的分子机制还研究较少。小鼠耳芥()是一种生长在古尔班通古特沙漠南缘荒漠地带的短命植物，属十字花科蓝芥族鼠耳芥属[24]，具有快速开花结果、结实量大、光合效率高和耐盐抗寒的特点，并且基因组较小，是研究生物与环境相适应机制的理想材料[25～27]。本研究利用小鼠耳芥全基因组序列鉴定出11个小鼠耳芥基因，并开展了家族生物信息学分析、组织表达及响应非生物胁迫的表达特征分析，为进一步挖掘短命植物PEBP基因家族的潜在功能以及遗传应用提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 植物材料

小鼠耳芥种子按照Huang等[25]描述的方法进行表面消毒和种植。收集小鼠耳芥生长8 d的根和子叶，30 d的莲座叶、茎尖和茎，65 d的花和70 d的果荚等组织。生长42 d的小鼠耳芥使用改良Hoagland营养液[25]分别进行NaCl (250 mmol/L)、干旱(10% PEG6000)水培处理，处理0 h、12 h、24 h和48 h共4个时间点，分别取叶片组织。生长28 d的小鼠耳芥分别放置在4℃和40℃光照培养箱中进行低温与高温处理，处理0 h、3 h、6 h、12 h、24 h和48 h共6个时间点，分别取叶片组织。以上所有时间点的材料均重复3次取样，收集后立即用液氮冷冻，然后置于–80℃冰箱保存。

1.2 基因组数据来源

从Ensembl基因组数据库(http://plants.ensembl. org/index.html)下载十字花科植物拟南芥和琴叶拟南芥()的基因组数据。小鼠耳芥基因组数据为本实验室提供(数据暂未公开)。从NCBI(https: //www.ncbi.nlm.nih.gov/)数据库中获取拟南芥及琴叶拟南芥PEBP蛋白序列。

1.3 PEBP基因家族成员的鉴定

以拟南芥6个PEBP蛋白的氨基酸序列为query，与小鼠耳芥的蛋白序列进行BLASTP比对，-value≤ 1e–5，其余参数为默认值。将得到的候选蛋白序列使用hmmer (http://www.hmmer.org/)比对到PFAM (http://pfam.xfam.org/)数据库中，基于Pfam的PEBP模型(PF01161)进行进一步比对筛选，参数为默认值，从而确定小鼠耳芥PEBP家族成员，最后根据与拟南芥同源基因的聚类进行命名。蛋白分子量和等电点使用ExPASy (https://web.expasy.org/ protparam/)蛋白分析工具估算。亚细胞定位通过ProtComp 9.0 (http://linux1.softberry.com/berry.phtml)进行预测。

1.4 系统进化树的构建、基因结构和蛋白motif分析

使用ClustalW[28]将小鼠耳芥与拟南芥PEBP家族蛋白序列进行多重序列比对，参数为默认值。使用MEGA6.0[29]软件构建Neighbor-Joining树。基于小鼠耳芥基因组gff3文件，利用基因结构显示服务器GSDS (http://gsds.gao-lab.org/)分析ApPEBP家族基因的外显子–内含子分布。ApPEBP家族成员蛋白质的保守motif利用MEME网站(http://meme-suite. org/tools/meme)进行分析，motif长度范围为10～60个氨基酸残基，motif最大发现数目为10个，其他参数设为默认值。

1.5 基因比较进化分析

共线性分析使用MCScanX[30]预测物种间及小鼠耳芥物种内的同源基因，参数设为默认值。分别将拟南芥、琴叶拟南芥和小鼠耳芥3个物种的基因组两两BLASTP比对，-value≤1e–5，提取PEBP基因家族中的基因重复对信息，可筛选出3个物种间的直系同源基因。将ApPEBP蛋白在小鼠耳芥基因组内进行BLASTP比对，-value≤1e–5，筛选出小鼠耳芥物种内的旁系同源基因，即重复基因对。使用Tbtools[31]展示拟南芥、琴叶拟南芥和小鼠耳芥等物种间的直系同源基因以及小鼠耳芥物种内旁系同源基因的共线性关系。使用MCScanX[30]下游分析程序duplicate_gene_classifier分析小鼠耳芥PEBP家族成员的复制类型。

1.6 实时荧光定量PCR (qRT-PCR)分析

RNA提取及反转录参照Huang等[25]方法，qRT- PCR参照Jin等[26]方法，PCR仪为ABI ViiA7实时荧光定量PCR仪(Life Technologiesl，美国)。使用Primer 3.0工具(https://bioinfo.ut.ee/primer3-0.4.0/)设计基因的特异性扩增引物，以为内参基因[26](附表1)，利用2–ΔCT法[32]计算基因不同组织的相对表达量；利用2–ΔΔCT法计算基因响应不同非生物胁迫下的相对表达量[32]，使用单因素方差分析(Duncan’s multiple range test)计算样本之间的差异显著性(<0.05)。

1.7 小鼠耳芥PEBP基因启动子区的顺式作用元件分析

将每个基因起始密码子上游2500 bp序列提交至PlantCARE (http://bioinformatics.psb. ugent.be/webtools/plantcare/html/)，预测基因启动子区的顺式作用元件。

1.8 小鼠耳芥PEBP蛋白互作网络分析及验证

使用OrthoVenn2工具(https://orthovenn2. bioinfotoolkits.net/)鉴定在拟南芥中的直系同源基因。利用AraNetV2 (http://www.inetbio.org/ aranet/)和STRING (https://string-db.org/)数据库，根据小鼠耳芥在拟南芥中的直系同源基因预测与ApPEBP相互作用的蛋白。利用Cytoscape软件[33]显示预测的交互网络。

设计小鼠耳芥和()用于酵母双杂的特异性扩增引物(附表1)，将和的蛋白编码区序列片段通过酶切连接，分别构建到、载体上。随后将、共转入到AH109菌株的感受态细胞中，涂在二缺(SD/-Trp-Leu)板上，待长出单克隆，挑取单克隆用100 μL的ddH2O悬起，按照10倍梯度进行稀释。将稀释的菌液吸取5 μL分别点在二缺和四缺(SD/-Trp-Leu-His-Ade)固体培养基上，30℃倒置培养2 d。

2 结果与分析

2.1 小鼠耳芥PEBP基因家族成员的鉴定

首先以拟南芥PEBP蛋白序列为query，利用小鼠耳芥全基因组序列进行BLASTP比对，比对结果去重复后进行HMMER鉴定。从小鼠耳芥中共鉴定到11个基因：1个2个、2个、2个、2个和2个。编码蛋白均含有保守的PEBP结构域。对ApPEBP蛋白的氨基酸数量、蛋白质分子量、等电点以及亚细胞定位进行预测分析表明，ApPEBP蛋白由173～178个氨基酸组成，其中ApTFL1-2氨基酸序列最长(178 aa)，ApMFT序列最短(173 aa) (附表2)。蛋白质分子量为19.12～20.25 kDa，其中TFL1-2分子量最大为20.25 kDa，ApMFT分子量最小为19.12 kDa。等电点范围为7.02～9.59，大部分大于7，为碱性蛋白，可能在偏碱性的环境中发挥作用。蛋白定位预测结果显示所有ApPEBP蛋白定位于细胞质与细胞核。

2.2 系统进化、基因结构和蛋白motif

小鼠耳芥与拟南芥共17个PEBP蛋白氨基酸多重序列比对结果显示，所有PEBP蛋白均包含与配体结合位点形成有关的DPDxP和GxHR保守结构域(附图1)。ApTFL1-2的第89位区分FT与TFL功能的关键氨基酸残基由组氨酸His (H)变为天冬氨酸Asp (N)，功能可能发生改变(附图1)。系统进化分析表明17个基因分别属于、、和亚家族(图1A)，除了亚家族仅包含1个和1个，其余5个亚家族皆包含2个和1个。基因结构分析表明，同一亚家族成员外显子–内含子结构相似，并且17个基因均由4个外显子和3个内含子构成(图1B)。和基因内含子较长，但与不同的是第二和第三外显子相距较远。、与基因内含子较短，但第二与第三外显子距离与相似。通过MEME在线程序对11个ApPEBP蛋白进行保守motif分析，共预测出6个保守motif (图1C，附表3)。motif 3包含保守位点DPDxP，motif 1包含保守位点GxHR。除ApFT1和ApTFL1-2比其他ApPEBP多了一个motif 6外，小鼠耳芥PEBP家族成员motif组成没有区别，并且motif顺序排列相同，说明小鼠耳芥PEBP家族基因的高保守性。

2.3 小鼠耳芥与拟南芥、琴叶拟南芥PEBP基因的共线性分析

为了研究PEBP基因家族成员在进化中的收缩与扩张情况，利用MCScanX[30]软件分析小鼠耳芥与拟南芥、琴叶拟南芥间直系同源基因的共线性关系。结果表明在拟南芥中存在6个小鼠耳芥直系同源基因(图2)，分别为、、、和。基因数量约是的两倍。二者直系同源基因存在11对共线性关系。而琴叶拟南芥虽然染色体数量比拟南芥多，但也只含有6个小鼠耳芥直系同源基因(图2)，同样，二者直系同源基因也只存在11对共线性关系。以上结果表明家族成员发生了扩张。小鼠耳芥基因组内的旁系同源基因对分析表明(附图2)，有5对旁系同源基因对，分别为/、/、/、/和/，每个基因都位于不同染色体上。分析这些旁系同源基因对的复制类型发现，基因成员为全基因组复制/片段复制(附表4)。

2.4 ApPEBP基因组织表达特征分析

qRT-PCR分析基因在根、子叶、莲座叶、茎、茎尖、花、果荚共7个组织中的表达，结果发现，11个基因在小鼠耳芥不同组织中表达差异明显(图3)。在果荚中表达量最高，在根和花中低表达，在其他组织中不表达。和表达模式接近，均在花和果荚中高表达，但在其他组织中微量表达或不表达。其中在果荚中的表达量最高，而在花中的表达量最高。和的表达特征非常相似，在果荚中表达量最高，花中次之。但除了在子叶中低表达以外，在其他组织中均有表达，在茎尖中表达量最高。2个基因的表达特征高度相似，均在茎尖中表达量最高，其次在根中低表达，但在其他组织中几乎不表达。和在根中表达量最高，在其他组织中不表达，但在茎中低表达，在其他组织中几乎不表达。两个基因表达模式也非常相似，均在花和果荚中高表达，并且在花组织中的相对表达量最高。

图1 拟南芥和小鼠耳芥PEBP家族基因系统进化、基因结构和蛋白motif分布

A：拟南芥和小鼠耳芥17个系统进化树；B：17个基因的外显子–内含子分布；C：17个PEBP蛋白的6个保守基序分布特征。

图2 拟南芥、琴叶拟南芥和小鼠耳芥中PEBP基因的共线性关系

黑色圆柱分别代表拟南芥、小鼠耳芥、琴叶拟南芥的5、16、8条染色体，黑色线条表示物种间共线性关系，灰色线条表示所有基因成员的共线性关系。

2.5 ApPEBP响应盐、干旱、低温和高温胁迫的表达特征

进一步分析6个基因分别在250 mmol/L NaCl、10% PEG6000模拟干旱、低温(4℃)和高温(40℃)胁迫下的表达特征。结果表明，在盐胁迫12 h，和的表达量迅速下降，24 h稍上升后下降，二者在盐胁迫过程中降低表达(图4A)。和在盐胁迫0～24 h表达量降低，但在24～48 h表达量升高。盐胁迫处理12 h，和基因表达量迅速升高，后逐渐下调表达，但在盐胁迫48 h又上调表达，同对照相比二者显著上调表达。干旱胁迫48 h，和持续上调表达，但和表达量呈现先升高后降低再升高的趋势(图4B)。和随着干旱胁迫时间的增加表达量缓慢升高，但在胁迫48 h表达量急剧升高，达到最大值。在低温胁迫下，除了，其余5个均迅速下调表达，的表达较为复杂，先下调后上调表达，胁迫24 h又下调，后又上调表达，但整体的表达水平低于对照(图4C)。高温胁迫下，两个和同源基因均明显下调表达；在胁迫6 h上调表达，后下调表达，但在48 h迅速上调表达，而胁迫至24 h始终下调表达，但在48 h胁迫时和表达类似，迅速上调表达(图4D)。并且顺式作用元件分析表明启动子区含有大量响应逆境胁迫的顺式作用元件(附图3)，这与的表达应答逆境胁迫结果对应。

2.6 ApPEBP蛋白互作网络

为了更好的理解ApPEBP家族生物学功能，本文预测了ApPEBP蛋白的互作网络。结果表明与ApPEBP互作的拟南芥蛋白共21个，根据基因功能将互作蛋白分为两类(图5)。一类为开花通路蛋白，例如CONSTANS (CO)、AP1、AGAMOUS-like 20 (AGL20)、LFY、LATE FLOWERING (LATE)、SHORT VEGETATIVE PHASE (SVP)、GIGANTEA (GI)、FLOWERING LOCUS C (FLC)、AGL8、SYNAPTIC 1 (SYN1)和bZIP27。其中，FLC和SVP抑制开花转变[34,35]，LFY和GI促进开花转变[36,37]。并且ApPEBP家族成员中与拟南芥开花通路互作的蛋白主要是ApFT和ApTFL1。另外一类为核糖体蛋白，例如RPL4、RPL5、RPL17-1、RPL17-2、RPL17-3、RPL19、RPS5、DECOY、RPL4-2和RPS29。进一步通过酵母双杂实验对ApCEN与ApRPL5蛋白进行蛋白互作的验证，结果表明ApCEN与ApRPL5能够互作(图6)，该结果暗示ApPEBP蛋白功能的实现与核糖体蛋白紧密关联，详细的功能机制还需进一步验证。

图3 ApPEBP基因在小鼠耳芥不同组织中的表达特征

1：根；2：子叶；3：莲座叶；4：茎；5：茎尖；6：花；7：果实。

3 讨论

本研究从小鼠耳芥基因组中共鉴定得到11个基因，是模式植物拟南芥的1.8倍[38]。其中、和均有两个复制基因，但只有一个，猜测另一个与水稻一样在进化中丢失[39]。多重序列比对发现ApTFL1-2的第89位区分FT与TFL1功能的关键氨基酸残基由组氨酸His (H)变为了天冬氨酸Asp (N)，蛋白motif分析发现ApFT1、ApTFL1-2比他们的同源基因多了motif 6，顺式作用元件分析发现部分复制基因对含有不同的顺式作用元件，以上结果说明同源基因在进化中可能产生功能分化。在裸子植物中频繁的基因和基因组重复极大地促进了PEBP基因家族的扩张[40]。小鼠耳芥与拟南芥、琴叶拟南芥的共线性分析表明，小鼠耳芥PEBP基因家族发生了扩张，基因的复制类型为全基因组/片段复制，表明小鼠耳芥PEBP基因家族主要通过全基因组复制的方式进行扩张。基因组测序分析发现十字花科植物须弥芥为适应青藏高原特殊地理环境抗紫外线的家族发生明显的扩张[41]。PEBP基因家族调控植物开花，而开花对短命植物在有限的时间内完成生活周期至关重要，因此PEBP家族基因的扩张使小鼠耳芥更适应新疆的荒漠环境。蛋白互作网络分析发现与ApPEBP互作的蛋白主要分为两类，一类是开花通路蛋白，他们主要与ApFT和ApTFL1互作，说明与在开花调控通路中起核心调控的作用。而另一类ApPEBP互作蛋白主要是核糖体蛋白，他们在DNA修复、细胞发育调控和细胞分化等核糖体外功能上具有重要作用[42]，表明基因除了能调控小鼠耳芥开花转变外，还能调控其生长发育，ApCEN和ApRPL5的互作证明了这一观点。在拟南芥中影响下胚轴和根的形成[43]。

图4 6个ApPEBP基因响应4种非生物胁迫的表达特征

A：250 mmol/L NaCl；B：10% PEG6000模拟干旱；C：低温(4℃) ；D：高温(40℃)。

图中不同的小写字母表示统计显著性差异(<0.05)。

图5 ApPEBP蛋白互作网络图

节点之间的连线随combined_score值(代表预测出的两个蛋白相互作用的可信度，数值为0～1)的增大而变粗。节点大小随与节点蛋白相互作用的蛋白数增多而增大。蓝色圆代表小鼠耳芥PEBP家族成员；绿色圆代表拟南芥中与小鼠耳芥PEBP家族成员互作的蛋白。

图6 ApCEN和ApRPL5的互作关系

三角形表示10倍稀释梯度，3AT代表3-氨基三唑，T、L、H和A分别代表色氨酸、亮氨酸、组氨酸和腺嘌呤。

基因参与植物不同组织器官的生长发育调控，具有明显的组织表达特异性。在果荚中高表达与拟南芥和玉米()的同源基因表达特征相似[4,44]。在启动子区具有一个胚乳表达元件及3个ABA响应元件，而拟南芥通过ABA信号途径调控种子发育与萌发，说明与功能相似。在拟南芥中，FT在叶片中合成后通过韧皮部被运送到植物茎尖，在花和果荚中高表达、在茎中低表达[45]。本研究发现/、与的表达特征相符，表明他们可能参与小鼠耳芥的开花调控，但在茎尖中高表达可能对分生组织的活性起着重要的作用，确切的功能需要进一步验证。同样，基因的表达模式与基因的表达模式十分相似，但他们功能的异同还需进一步研究。拟南芥在开花转变阶段的茎尖中表达量显著上调[12]，金鱼草()在花序顶端表达[46]。/在茎尖中高表达，推测与功能相似，抑制成花转变并维持花序无限生长[47]。/在根中表达量最高，在其他组织几乎不表达，与金鱼草表达模式相异。分析启动子区顺式作用元件发现其包含分生组织表达元件及种子特异表达元件，表明可能除了具有调控小鼠耳芥根系分化的功能，还具有调控种子发育的功能，有研究表明具有调控种子大小的功能[13]。

研究发现，大部分发生扩张的PEBP家族基因发生了新功能化或亚功能化[2]。小鼠耳芥生长在古尔班通古特沙漠南缘，生长周期一般从3月中旬开始萌发到5月下旬成熟，这期间气温升高，干旱少雨，土壤表层盐碱度升高。为了探究小鼠耳芥应对环境的表达变化特征，发掘PEBP基因家族在小鼠耳芥适应荒漠环境过程中可能产生的功能变化，本文分析了6个基因在4种非生物胁迫下的表达特征。在250 mmol/L NaCl胁迫下，和表达特征与拟南芥相似没有明显变化，但在盐胁迫后表达量快速升高，结合的组织表达特征，暗示参与的盐胁迫应答过程与根的发育紧密相关。、和在干旱(10% PEG6000)胁迫下均上调表达，而拟南芥的、和的表达水平没有发生明显改变[47]，推测PEBP基因家族在小鼠耳芥适应新疆荒漠环境过程中产生了抵抗干旱胁迫的功能。在低温(4℃)胁迫下，和拟南芥同源基因的表达类似，、和均下调表达，但仅微弱下调，顺式作用元件分析发现启动子区含有低温响应元件，说明参与植物在低温环境下的开花调控。在高温(40℃)胁迫下，拟南芥、和表达量无明显变化[48]，但和下调表达，只有上调表达，表明在一定程度内高温可诱导的表达。综合起来，在4种非生物胁迫下，只有在盐、干旱和高温胁迫下全都上调表达，尤其在盐胁迫下的表达水平是对照的60～80倍，暗示是潜在的胁迫相关基因，在小鼠耳芥适应新疆盐、干旱和高温胁迫环境中起着重要作用。

综上所述，从基因结构、蛋白motif和共线性分析表明小鼠耳芥基因既具有保守性也具有差异性，除了，小鼠耳芥其他基因明显扩张。基因组织表达、响应非生物胁迫的表达差异暗示基因功能的差异及可能发生功能分化。尤其是明显响应高盐、干旱和高温胁迫，可能是小鼠耳芥适应荒漠环境调节开花转变的重要因子。基因应答环境的生物学功能及机制，还需进一步的深入研究。本研究丰富了植物PEBP基因家族的信息，为深入研究小鼠耳芥快速生长发育的机制提供参考，也为探索植物与环境相适应的分子机制研究提供了线索。

附加材料详见文章电子版www.chinagene.cn。

[1] Banfield MJ, Barker JJ, Perry AC, Brady RL. Function from structure? The crystal structure of human phosphatidylethanolamine-binding protein suggests a role in membrane signal transduction., 1998, 6(10): 1245–1254.

[2] Jin S, Nasim Z, Susila H, Ahn JH. Evolution and functional diversification of/family genes in plants.,2021, 109: 20–30.

[3] Karlgren A, Gyllenstrand N, Källman T, Sundström JF, Moore D, Lascoux M, Lagercrantz U. Evolution of the PEBP gene family in plants: functional diversification in seed plant evolution., 2011, 156(4): 1967–1977.

[4] Xi WY, Liu C, Hou XL, Yu H.regulates seed germination through a negative feedback loop modulating ABA signaling in., 2010, 22(6): 1733–1748.

[5] Higuchi Y. Florigen and anti-florigen: flowering regulation in horticultural crops., 2018, 68(1): 109–118.

[6] Eshed Y, Lippman ZB. Revolutions in agriculture chart a course for targeted breeding of old and new crops., 2019, 366(6466): eaax0025.

[7] Kinoshita T, Ono N, Hayashi Y, Morimoto S, Nakamura S, Soda M, Kato Y, Ohnishi M, Nakano T, Inoue SI, Shimazaki KI.regulates stomatal opening., 2011, 21(14): 1232–1238.

[8] Krieger U, Lippman ZB, Zamir D. The flowering genedrives heterosis for yield in tomato., 2010, 42(5): 459–463.

[9] Navarro C, Abelenda JA, Cruz-Oró E, Cuéllar CA, Tamaki S, Silva J, Shimamoto K, Prat S. Control of flowering and storage organ formation in potato by., 2011, 478(7367): 119–122.

[10] Lee R, Baldwin S, Kenel F, McCallum J, Macknight R.genes control onion bulb formation and flowering., 2013, 4: 2884.

[11] Abelenda JA, Bergonzi S, Oortwijn M, Sonnewald S, Du MR, Visser RGF, Sonnewald U, Bachem CWB. Source- sink regulation is mediated by interaction of an FT homolog with a SWEET protein in potato., 2019, 29(7): 1178–1186.e6.

[12] Bradley D, Ratcliffe O, Vincent C, Carpenter R, Coen E. Inflorescence commitment and architecture in., 1997, 275(5296): 80–83.

[13] Zhang B, Li CX, Li Y, Yu H. Mobile TERMINAL FLOWER1 determines seed size in., 2020, 6(9): 1146–1157.

[14] Corbesier L, Vincent C, Jang S, Fornara F, Fan QZ, Searle I, Giakountis A, Farrona S, Gissot L, Turnbull C, Coupland G. FT protein movement contributes to long-distance signaling in floral induction of., 2007, 316(5827): 1030–1033.

[15] Tamaki S, Matsuo S, Wong HL, Yokoi S, Shimamoto K. Hd3a protein is a mobile flowering signal in rice., 2007, 316(5827): 1033–1036.

[16] Abe M, Kobayashi Y, Yamamoto S, Daimon Y, Yamaguchi A, Ikeda Y, Ichinoki H, Notaguchi M, Goto K, Araki T. FD, a bZIP protein mediating signals from the floral pathway integrator FT at the shoot apex., 2005, 309(5737): 1052–1056.

[17] Wigge PA, Kim MC, Jaeger KE, Busch W, Schmid M, Lohmann JU, Weigel D. Integration of spatial and temporal information during floral induction in., 2005, 309(5737): 1056–1059.

[18] Hanano S, Goto K.is involved in the regulation of flowering time and inflorescence development through transcriptional repression., 2011, 23(9): 3172–3184.

[19] Collani S, Neumann M, Yant L, Schmid M.modulates genome-wide DNA-binding of the bZIP transcription factor., 2019, 180(1): 367–380.

[20] Romera-Branchat M, Severing E, Pocard C, Ohr H, Vincent C, Née G, Martinez-Gallegos R, Jang S, Andrés F, Madrigal P, Coupland G. Functional divergence of theflorigen-interacting bZIP transcription factorsand., 2020, 31(9): 107717.

[21] Zhu Y, Klasfeld S, Jeong CW, Jin R, Goto K, Yamaguchi N, Wagner D. TERMINAL FLOWER 1-FD complex target genes and competition with FLOWERING LOCUS T., 2020, 11(1): 5118.

[22] Mao ZM. Early spring ephemeral plant area characteristics., 1992, 9(1): 11–12.

毛祖美. 早春短命植物区系特点. 干旱区研究, 1992, 9(1): 11–12.

[23] Yuan SF, Tang HP. Research advances in the eco-physiological characteristics of ephemerals adaptation to habitats., 2010, 19(1): 240–247.

袁素芬, 唐海萍. 短命植物生理生态特性对生境的适应性研究进展. 草业学报, 2010, 19(1): 240–247.

[24] Mao ZM, An ZX, Zhou GL, Yang CY, Han YL, Li XY, Zhang YF. Flora of Xinjiang (vol. 2, part 2). Urumqi: Xinjiang Science and Technology Health Press, 1995, 145–146.

毛祖美, 安争夕, 周桂玲, 杨昌友, 韩英兰, 李学禹, 张彦福. 《新疆植物志》(第二卷第二分册). 乌鲁木齐：新疆科技卫生出版社, 1995, 145–146.

[25] Huang XZ, Yang LF, Jin YH, Lin J, Liu F. Generation, annotation, and analysis of a large-scale expressed sequence tag library fromto explore salt-responsive genes., 2017, 8: 955.

[26] Jin YH, Liu F, Huang W, Sun Q, Huang XZ. Identification of reliable reference genes for qRT-PCR in the ephemeral plantbased on full-length transcriptome data., 2019, 9(1): 8408.

[27] Li XC, Kang KC, Huang XZ, Fan YB, Song MM, Huang YJ, Ding JJ.Genome-wide identification, phylogenetic analysis and expression profiling of the MKK gene familyin., 2020, 42(4): 403–421.

李晓翠, 康凯程, 黄先忠, 范永斌, 宋苗苗, 黄韵杰, 丁佳佳. 小拟南芥基因家族全基因组鉴定及进化和表达分析. 遗传, 2020, 42(4): 403–421.

[28] Thompson JD, Gibson TJ, Higgins DG. Multiple sequence alignment using ClustalW and ClustalX., 2002, Chapter 2: Unit 2.3.

[29] Tamura K, Stecher G, Peterson D, Filipski A, Kumar S. MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0., 2013, 30(12): 2725–2729.

[30] Wang YP, Tang HB, DeBarry JD, Tan X, Li JP, Wang XY, Lee TH, Jin HZ, Marler B, Guo H, Kissinger JC, Paterson AH. MCScanX: a toolkit for detection and evolutionary analysis of gene synteny and collinearity., 2012, 40(7): e49.

[31] Chen CJ, Chen H, Zhang Y, Thomas HR, Frank MH, He YH, Xia R. TBtools: an integrative toolkit developed for interactive analyses of big biological data., 2020, 13(8): 1194–1202.

[32] Livak KJ, Schmittgen TD. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2 (-Delta Delta C(T)) method., 2001, 25(4): 402–408.

[33] Shannon P, Markiel A, Ozier O, Baliga NS, Wang JT, Ramage D, Amin N, Schwikowski B, Ideker T. Cytoscape: a software environment for integrated models of biomolecular interaction networks., 2003, 13(11): 2498–2504.

[34] Michaels SD, Amasino RM.encodes a novel MADS domain protein that acts as a repressor of flowering., 1999, 11(5): 949–956.

[35] Hartmann U, Höhmann S, Nettesheim K, Wisman E, Saedler H, Huijser P. Molecular cloning of: a negative regulator of the floral transition in., 2000, 21(4): 351–360.

[36] Weigel D, Alvarez J, Smyth DR, Yanofsky MF, Meyerowitz EM.controls floral meristem identity in., 1992, 69(5): 843–859.

[37] Fowler S, Lee K, Onouchi H, Samach A, Richardson K, Morris B, Coupland G, Putterill J.: a circadian clock-controlled gene that regulates photoperiodic flowering inand encodes a protein with several possible membrane-spanning domains., 1999, 18(17): 4679–4688.

[38] Peng FY, Hu ZQ, Yang RC. Genome-wide comparative analysis of flowering-related genes in arabidopsis, wheat, and barley., 2015, 2015: 874361.

[39] Nakagawa M, Shimamoto K, Kyozuka J. Overexpression ofand, rice/homologs, confers delay of phase transition and altered panicle morphology in rice., 2002, 29(6): 743–750.

[40] Liu YY, Yang KZ, Wei XX, Wang XQ. Revisiting the phosphatidylethanolamine-binding protein (PEBP) gene family reveals crypticgene homologs in gymnosperms and sheds new light on functional evolution., 2016, 212(3): 730–744.

[41] Zhang TC, Qiao Q, Novikova PY, Wang Q, Yue JP, Guan YL, Ming SP, Liu TM, De J, Liu YX, Al-Shehbaz IA, Sun H, Van Montagu M, Huang JL, Van de Peer Y, Qiong L. Genome of, a close relative of, shows ecological adaptation to high altitude., 2019, 116(14): 7137–7146.

[42] Mager WH. Control of ribosomal protein gene expression., 1988, 949(1): 1–15.

[43] Van Minnebruggen A, Neyt P, De Groeve S, Coussens G, Ponce MR, Micol JL, Van Lijsebettens M. Themutation identified the ribosomal protein genewith a role in cell expansion during organ growth., 2010, 138(1): 91–101.

[44] Danilevskaya ON, Meng X, Hou ZL, Ananiev EV, Simmons CR. A genomic and expression compendium of the expanded PEBP gene family from maize., 2008, 146(1): 250–264.

[45] Kobayashi Y, Kaya H, Goto K, Iwabuchi M, Araki T. A pair of related genes with antagonistic roles in mediating flowering signals., 1999, 286(5446): 1960–1962.

[46] Bradley D, Carpenter R, Copsey L, Vincent C, Rothstein S, Coen E. Control of inflorescence architecture in., 1996, 379(6568): 791–797.

[47] Conti L, Bradley D. TERMINAL FLOWER1 is a mobile signal controllingarchitecture., 2007, 19(3): 767–778.

[48] Chung KS, Yoo SY, Yoo SJ, Lee JS, Ahn JH.(), a member of the/family, shows distinct pattern of expression during the vegetative growth of., 2010, 5(9): 1102–1104.

Genome-wide identification and expression analysis of thegenes in

Yongguang Li1,2, Yuhuan Jin1, Li Guo1, Hao Ai2, Ruining Li2, Xianzhong Huang2,3

The members of the phosphatidylethanolamine-binding protein (PEBP) family harbor a conserved phosphatidylethanolamine-binding protein domain, of which the FT and TFL1 proteins constitute a plant florigen-antiflorigen system regulating flowering time and plant structure.is an early spring and ephemeral plant, which grows in the southern boundary of the Gulban Tonggut desert and has a good adaptability to the extreme environment. In this study, a genome-wide identification revealed that thegenome contains 11genes (one, two, two, two, two, and two), all of which consist of four exons and three introns. Collinearity analysis showed that there are 11 pairs of collinearity relationships betweenand, and,respectively. The PEBP gene family obviously has expanded in thegenome, with duplication ofgenes in the forms of whole genome duplication/segmental duplication. Tissue expression analysis showed thatwas highly expressed in seeds;andwere mainly expressed in flowers and siliques;was highly expressed in shoot apex; andwas highly expressed in roots. In addition, the expression profiles ofgenes under four abiotic stresses were also analyzed in this study. The results revealed thatgenes were generally up-regulated under drought stress (10% PEG6000) and were generally down-regulated under low temperature (4℃) stress. Under salt stress (250 mmol/L NaCl),/were down-regulated,/were initially down-regulated and then up-regulated; and/were strikingly up-regulated. Under high temperature (40℃) stress, the expressions of/and/were significantly down-regulated, but/were noticeably up-regulated. Collectively,/expressions were significantly up-regulated under salt, drought, and heat stresses. Protein interaction network analysis showed thatPEBP proteins interacted with proteins in flowering pathways and ribosomal proteins. These results suggested thatgenes play an important role(s) in the regulation of growth, development, and flowering transition ofin response to desert adversities.

ephemeral plant;; flowering transition; PEBP; adversity

2021-08-24；

2021-11-15；

2022-01-06

国家自然科学基金项目(编号：U1303302)，石河子大学国际科技合作项目(编号：GJHZ201806)和安徽科技学院学科带头人引进人才启动经费项目(编号：NXYJ202001)资助[Supported by the National Natural Science Foundation of China (No. U1303302), the International Science and Technology Cooperation Project of Shihezi University (No. GJHZ201806) andthe Talent Introduction Start-up Fund Project of Anhui Science and Technology University (No. NXYJ202001)]

李永光，在读硕士研究生，专业方向：生物化学与分子生物学。E-mail: zongheng1476408@163.com

黄先忠，博士，教授，研究方向：植物响应逆境生理生态适应的分子机制。E-mail: huangxz@ahstu.edu.cn

10.16288/j.yczz.21-305

(责任编委: 孔凡江)