慢传输型便秘动物模型的研究进展

许燕城，刘启鸿，柯晓

(福建中医药大学附属第二人民医院脾胃病科，福州 350003)

慢传输型便秘(slow transit constipation，STC)属于慢性功能性便秘，与肠动力障碍、肠道分泌功能异常、肠道菌群失衡、精神心理因素等有关，主要表现为便次减少、粪质干硬、排便费力[1]。其患病率随人们饮食、生活习惯变化以及社会、心理因素等影响而逐渐增加。但目前STC发病机制并不明确，现有的药物治疗大都有效性不足，因而通过动物实验进行更深层次的机制研究以寻求更高效的治疗方法至关重要。现有STC造模方法主要分为药物及非药物诱导，评价方法则囊括了模型的各项生理、病理情况检测。目前尚缺乏对模型的建造方法及其评价手段的全面整理总结。因此，有必要建立一种操作简便、复制性强，且符合STC病理、生理特点及临床特点的动物模型，并建立一套统一的评价标准。现通过文献检索，对国内外STC动物模型建造方法及评价手段进行归纳总结，并提出可进一步改进意见，以期为今后的研究提供参考。

1 造模动物的选择

目前，国内外常用的便秘模型动物以大鼠和小鼠为主。作为常用实验动物，大鼠具有易获得、经济、易饲养、性格温顺、耐受力好、抗病力强、繁殖力强、解剖学特性及生理特性与人类接近等优点。国内外多选用6～8周清洁级或无特定病原体的SD大鼠或Wister大鼠，体重110～250 g，雌雄不限。与雌鼠相比，雄鼠对大黄的敏感性更好，因此在使用大黄诱导模型时可使用雄鼠[2]。

小鼠亦是实验室研究常用动物，同样具有易获取、成本低、易饲养、性格温顺、繁殖力强等优点，但相较于大鼠，寿命短、耐受力差，不宜长时间给药，用于模型建立存在一定局限性。常用品系为昆明小鼠及ICR小鼠，体重20～25 g，雌雄均可。有研究发现，小鼠对吗啡等阿片类药物敏感，出现便秘症状显著，而且造模周期短，因此吗啡法诱导STC动物模型时多选用小鼠[2]。

2 造模方法的选择

目前已有的造模方法多种多样，大致分为药物及非药物两大类，每种造模方法的作用机制不同，同时也各具优缺点。

2.1药物造模法

2.1.1复方地芬诺酯 复方地芬诺酯的主要成分为地芬诺酯和阿托品，其作用机制类似于吗啡：肠黏膜感受器受到抑制，局部黏膜蠕动反射被消除，从而使肠道蠕动减缓，肠内容物与肠黏膜的接触时间延长，水分的吸收增多。

刘丽兵等[3]按10 mg/(kg·d)的复方地芬诺酯喂养大鼠，连续喂养14 d后，大鼠粪便数量和含水量降低，检测结果显示P物质含量明显下降，血清一氧化氮和一氧化氮合酶含量明显增加；血管活性肠多肽(vasoactive intestinal polypeptide,VIP)水平明显升高、黏膜c-Kit阳性细胞明显减少、干细胞因子表达明显降低，表明STC动物模型建立成功。杨颖等[4]将复方地芬诺酯按10 mg/(kg·d)的剂量连续给药20 d，结果发现STC大鼠的首粒黑便时间延长，粪便干湿重百分比、大肠埃希菌含量显著上升，VIP含量显著上升，蛋白激酶A、水通道蛋白3及水通道蛋白4的基因、蛋白表达显著上调，双歧杆菌、乳酸菌及P物质含量显著减少。

陆泰旭等[5]在饲料中添加复方地芬诺酯，剂量为8 mg/(kg·d)，连续饲养120 d，结果表明该模型大鼠首次排便时间延长，P物质、VIP含量明显下降，符合STC患者临床症状和病理、生理特点。包云光等[6]在3 d基线期后，以8 mg/(kg·d)的剂量给模型组大鼠连续饲喂复方地芬诺酯混悬液90 d，结果表明，相较正常大鼠，模型组大鼠排便粒数较少，每粒粪便重量更大，首粒黑便排出时间延长；模型组c-Kit阳性细胞的数量显著减少；但远端结肠黏膜的一氧化氮、P物质含量及VIP阳性细胞分布与正常大鼠相比差异无统计学意义。

该模型与STC患者结肠的功能状态、病理改变情况相近，且操作简单，成本较低，成功率高，可重复性强，是国内STC研究的经典造模方法之一。但经对比发现，不同研究之间一氧化氮、P物质、VIP等指标不同，造成这种差异可能与给药剂型不同、饲养时间差异、是否设置基线期及基线期长短、是否限水等因素相关，确切的原因还有待进一步研究。此外，剂量为8 mg/(kg·d)模型与剂量为10 mg/(kg·d)模型仅相差2 mg/(kg·d)，造模周期却相差100多天，相较周期长的模型，周期明显缩短的10 mg/(kg·d)复方地芬诺酯模型的稳定性研究目前未发现相关报道。

2.1.2洛哌丁胺 洛哌丁胺为阿片受体激动剂，可抑制肠道平滑肌的收缩，减少肠蠕动；减少乙酰胆碱的释放,凭借胆碱能与非胆碱能神经元局部的相互作用,直接抑制蠕动反射，从而增加肠壁与肠内容物的接触时间；抑制前列腺素、霍乱毒素及其他肠毒素导致的过度分泌，增加水分吸收[7]；增加肠黏膜细胞水通道蛋白8的表达，促进跨膜水运输，减少粪便含水量[8]，这些机制共同作用，最终导致粪便干结、排便减少。

将洛哌丁胺与吗啡进行比较发现，当以30 mg/kg剂量注射洛哌丁胺，每日2次，给药2 d，其对胃肠传输的抑制作用明显降低，而吗啡未出现上述情况，提示洛哌丁胺易产生耐受而降低其抑制胃肠传输的作用[9]。乐音子等[10]予以大鼠洛哌丁胺混悬液3.0 mg/(kg·d)灌胃，持续14 d，结果显示，STC大鼠粪便干结，含水率显著下降，小肠活性炭推进率明显降低，结肠组织结构异常，炎症细胞浸润，组织一氧化氮和一氧化氮合酶含量显著增多，c-Kit和肌球蛋白轻链激酶蛋白表达显著减少，符合STC的病理改变。黄亚娟等[11]设置了模型组和模型维持组，两组均给予洛哌丁胺混悬液3.0 mg/(kg·d)剂量连续给药6 d，第7天开始，模型维持组继续以上述剂量给药6 d，模型组予以等量蒸馏水。结果表明，给药6 d后，两组大鼠粪便粒数、质量、含水量均下降，与STC的临床表现相似；给药12 d后，模型维持组上述现象较模型组加重。提示洛哌丁胺混悬液造模以3.0 mg/(kg·d)给药6 d的方案能够成功建立STC模型，具有造模时间短、经济、易操作等优点，但停药后有自愈的可能，而以“6+6”的维持方案能够获得一个较为稳定且安全的动物模型，是一种较为简便可靠的造模方法，与乐音子等[10]造模所用时间接近。但维持给药6 d后症状是否会再次逐渐恢复，最佳维持给药时间仍需进一步实验探讨。

2.1.3吗啡 吗啡为阿片受体激动剂，主要用于镇痛，患者在使用吗啡后往往出现严重且持久的便秘症状，其作用机制为吗啡对胃肠平滑肌有兴奋作用，可提高其张力，甚至痉挛，胃肠平滑肌张力增加，蠕动减弱，内容物通过延迟；回盲瓣与肛门括约肌张力增加，阻碍了肠内容物排空；吗啡对消化液的分泌有抑制作用，延长内容物消化时间；吗啡有中枢抑制作用，影响便意的产生，因而引起便秘[12]。王吉侯等[13]按2.5 mg/(kg·d)的剂量，连续45 d予模型组小鼠皮下注射吗啡建立模型。结果显示，STC小鼠粪便质量降低，肠道蠕动减缓，P物质、结肠Cajal间质细胞(interstitial cells of Cajal，ICCs)阳性表达减少。该模型与STC的病理特征吻合，造模方法较为简单，但仍存在以下几点问题：①ICCs 的减少与吗啡有无关联性仍有待进一步研究;②小鼠耐受力较差，皮下注射的给药方式存在感染风险，易发生小鼠死亡的情况；③吗啡作为成瘾性药物，现有报道均缺乏对给药后期小鼠精神状况的评估；④作为管控严格的精神药品，吗啡的获取困难；⑤相较于STC发病机制，吗啡的作用机制是复合的，但其所诱导模型更接近于混合型便秘，这在很大程度上影响后续研究。

2.1.4盐酸小檗碱 盐酸小檗碱为中药黄连中提取的一种生物碱，因其抗菌作用，常被用于肠道感染，其不良反应之一为排便困难。吴迪等[14]设置低、中、高剂量模型组，分别给予25、50、100 mg/(kg·d)的盐酸小檗碱，连续14 d灌胃，给药过程中自由饮食，观察发现，与正常大鼠相比，中剂量组大鼠首次排便时间延长，粪便粒数及含水量下降，而低剂量组各指标无显著改变，高剂量组粪便粒数无显著改变。关永俊[15]通过盐酸小檗碱50 mg/(kg·d)灌胃14 d发现，STC大鼠胞内游离Ca2+增加，从而导致肠道内ICCs发生细胞自噬，形态萎缩，数目减少，进一步导致STC的发生。盐酸小檗碱模型与STC临床表现一致，且成本低、操作简易、周期短，但该方法作用机制尚不明确，有待进一步研究。

2.1.5大黄 大黄为临床常用中药之一，国内常用大黄建造“泻剂结肠”的STC动物模型。徐天舒等[16]予以大黄粉混悬液灌胃，初始量为 150 mg/(kg·d)，并以150 mg/(kg·d)逐日递增，当50%大鼠腹泻时，持续给药至80%大鼠无排稀便，此后继续按150 mg/(kg·d)逐日增加，至又见50%大鼠腹泻时，维持剂量不变，其后继续逐日加量，这样重复3次，当第3次出现80%大鼠无稀便，维持给药1周后停药，最后大鼠粪便含水量、排便量明显少于正常大鼠，提示造模成功。孙宇和姚秋园[17]以300 mg/(kg·d)为初始量造模，并以300 mg/(kg·d)逐日递增至1/2大鼠出现粥样便，并以此剂量维持至4/5大鼠粥样便消失，这样重复3次，当第3次出现4/5大鼠无稀便，维持给药1周后停药；该造模方法给药剂量高达5 700 mg/(kg·d)，造模时间长达87 d，远超大黄中毒剂量，且周期长。“泻剂结肠”动物模型诱导过程与STC形成过程相似，是一种较为可靠、操作简便、经济、重复性高的造模方法。但仍存在以下问题：①药物剂量过大，甚至达到中毒剂量，周期较长；②目前不同学者采用大黄造模的剂量差异较大，造模时间也各不相同，这可能与不同产地、不同厂家的大黄有效成分存在较大差异相关，目前缺乏统一标准；③大黄并非单一成分药物，其中所含其他成分对大鼠的影响目前尚不明确[2]，这些因素均不利于STC模型的建立及进一步用于实验。

2.1.6酚酞 类似于大黄造模方法，张连阳等[18]将酚酞混入饲料喂养大鼠，整个造模过程分2期：第1期，初始量为100 mg/(kg·d)，此后以前日2倍剂量逐日递增，当50%大鼠排稀便后维持剂量至80%大鼠无稀便,之后继续双倍剂量递增至50%大鼠粪便变稀，如此循环3次,当末次80%大鼠无稀便1周后停药,予以普通软饲料喂养待处理,初次50%致泻量为1 000 mg/(kg·d),末次调整量为4 000 mg/(kg·d)；第2期，初始量为200 mg/(kg·d),50%致泻量为1 600 mg/(kg·d),末次调整量为3 600 mg/(kg·d)。与大黄模型相仿，该造模方法使得大鼠肠道传输延缓，肌间神经丛嗜银性显著下降，这些改变均与STC患者相吻合。此外，本模型还具有成本低、易操作、可复制等优点。然而，酚酞造模同样存在药物剂量过大、造模时间较长的问题，长期腹泻易导致实验动物出现电解质紊乱，免疫力降低，甚至死亡。

2.2非药物造模法

2.2.1冰水灌胃 长期冷刺激使肠道交感神经兴奋，血管收缩，肠道平滑肌痉挛，正性肠道激素分泌降低，肠道感觉功能和动力下降，进一步使肠道蠕动延缓，最终导致STC的形成[19]。林强等[20]每天以2 ml 0.9%氯化钠溶液(0～4 ℃)灌胃大鼠，连续14 d，建立STC模型，结果显示STC大鼠结肠c-Kit阳性的ICCs数目、超极化激活环核苷酸门控阳离子通道1蛋白表达、结肠推进速率、结肠离体肌条收缩幅度与频率均降低，该模型能够使模型动物出现与STC相似的粪便质量、含水量下降，且方法简便、成本低，但其作用机制更接近便秘型肠易激综合征；模型稳定性不明确，停止冰水刺激后，肠道表现是否会自愈尚有待评估。

2.2.2限水法 水分摄入的减少将会导致粪便含水量下降，粪便干结，传输延缓。王朝晖等[21]在测得大鼠每日正常饮水量并估计其每日正常粪便量后，于前2 d给予大鼠正常饮水量的1/6，后4 d给予正常饮水量的1/3，最后模型大鼠粪便表现为豌豆样、圆珠状干燥粪便，排出缓慢。曾群和赵果毅[22]通过连续3 d喂食大米并禁水及一切含水分食物，使得大鼠变得干瘦、小便黄，粪便颗粒小，呈串珠样或圆珠样。限水法所得模型病理表现与STC相似，具有造模时间短、操作简便、成本低等优点，但恢复正常水分摄入后模型的稳定性情况及空气湿度等生存环境对诱导模型的影响均有待进一步探讨。

2.2.3低纤维饮食法 膳食纤维摄入不足导致肠道蠕动缓慢，从而出现排便困难。Kakino等[23]持续5周予以模型大鼠喂食低纤维饲料(41.5%的玉米淀粉、10.0%蔗糖、24.5%的牛奶酪蛋白、7.0%的矿物质、10.0%糊精、6.0%的玉米油、1.0%维生素)，结果显示，STC大鼠粪便重量、含水量较正常大鼠明显下降。低纤维饮食诱导模型符合STC的发病过程，但Kakino等[23]仅通过检测大鼠粪便性状来判定模型成功与否，严谨性差，增加肠道传输检测评估是否存在肠道蠕动缓慢更为准确；确切的诱导周期需要进一步对比确定，以获得一个准确且稳定的STC模型。

3 模型评价的方法

造模完成后，如何准确评价模型是一个尤为关键的问题，这关系到所建模型是否符合STC临床及生理、病理特点，也影响后续相关实验的准确性。

3.1一般情况观察 一般情况观察指在实验过程中观察实验动物的活动情况、精神状态、进食量、皮毛色泽、体重及粪便的粒数、重量、性状等。造模成功后的大鼠多表现为喜静、精神状态差、食少、毛色枯黄、排便次数减少、颗粒变大且质硬等情况，解剖见粪便集中在结肠段，呈串珠状或球状，质干硬[24]。通过对动物的一般情况观察能够直观地发现其外在变化，是先于解剖检测的整体判断，但由于这种判断一定程度基于操作者的主观感受，存在一定主观性，对操作者的经验有一定要求，缺乏统一标准。

3.2排便情况观察 评估粪便性状，国内通常参照Bristol粪便分型量表(Bristol stool form scale，BSFS)，共包含7类，其中BSFS1、BSFS2属于便秘粪便性状，BSFS4、BSFS5属于正常粪便性状[25]；记录单位时间内的粪便粒数、重量以量化排便情况，与正常大鼠相比，STC大鼠表现为粪便粒数、质量下降；测定粪便含水率，通过测定动物粪便干、湿重进行推算，湿重即为新鲜粪便质量，干重则是在适当温度下充分烘干后的粪便重量，粪便含水率(%)=(湿重-干重)/湿重×100%[26]。排便情况观察能够判断模型是否出现便秘症状，但其他类型便秘亦有可能出现粪便干结现象，特异性差，无法将STC与其他类型便秘相区别，只能作为一个大体判断的参考指标。

3.3肠道传输功能测定 观察首粒粪便排出时间，能够直观地了解大鼠排便是否延缓。为排除干扰，更为准确记录这一时间，国内外学者大都予模型动物一些无法消化的有色介质灌胃，常见介质包括墨汁、活性炭、曙红、酚红、硫酸钡等[25]。

结肠推进实验能够更加准确、直观地反映肠道的传输功能。陈霞等[27]造模结束后将STC动物禁食24 h,灌入活性炭，经一段时间等待后处死动物，取出全部肠道，在无张力状态下测量介质在肠道内推进的长度及肠道的全长,并计算推进长度占全肠道长度的百分比，炭末推进率(%)=炭末前端与幽门的距离(cm)/肠道总长度(cm)×100%。国内有学者提出，活性炭或墨汁在用于结肠推进实验中反映胃肠运输功能并不够客观，原因为这两种介质均能够对胃肠道运动产生一定影响，影响检测结果的准确性[28]，对此，他们提出塑料球粒灌胃法，其结果与炭末灌胃法结果相吻合且具有操作简单、对肠道传输无影响、重复性强等优点，但目前此方法尚未得到推广，这可能与塑料球粒的制作工艺较为复杂有关。

3.4肠道张力测定 肠道张力异常提示肠道平滑肌功能障碍可能，为STC发病机制之一。张颜语[29]分别截取模型大鼠一段十二指肠及回肠，以BL>420 F(系统型号)生物机能实验系统测量其肠道张力，结果显示十二指肠无明显改变，而回肠频率下降。肠道张力能在一定程度反映肠道平滑肌状态，是一个可靠的评价指标，但目前有关肠道张力测定的报道主要截取肠段均为十二指肠及回肠，其结果并不能等同于结肠，因此结肠张力测定方法仍有待进一步探索。

3.5肠道内容物百分比测定 造模成功后，将取出的模型大鼠肠道称重，纵切后用磷酸盐缓冲液将肠壁充分冲洗干净，滤纸吸干水分后，再次称重，前后差值即为肠道内容物总质量，从而计算肠道内容物百分比[30]。本方法操作简单，可重复性强，无介质干扰肠道运输。但前后对比肠道内容物百分比仅仅反映了粪便排出情况，并不能反映肠道传输过程存在的问题；此外，肠壁冲洗及吸干水分不充分，肠壁粪便或水分残留时可造成一定误差。

3.6结肠肌电测定 结肠肌电动作电位产生于慢波之上，同步于平滑肌收缩，作为主动力作用于结肠产生推进性运动。慢波的异常会影响结肠收缩，进而导致肠道传输延缓。通过结肠肌电测定，可对肠道运输功能进行判断，是一项重要的评估结肠动力的手段。目前主要包括在体和离体两种检测方式。

3.6.1在体结肠肌电测定 吴本升等[26]将大鼠禁食、麻醉并消毒后，切开腹部，在距盲肠2 cm处安放一对银丝电极，固定于结肠肠壁，导线自切口引出连接系统，然后缝合，15 min后开始记录，连续记录1 h，将每组5 min的记录结果作为一个时间段，计算出每一组大鼠各个时间段的频率和振幅的平均值、标准差及变异系数，慢波频率变异系数(%)=慢波频率标准差/慢波频率均值×100%，慢波振幅变异系数(%)=慢波振幅标准差/慢波振幅均值×100%。他们发现，STC大鼠肠道振幅、频率变异系数及振幅变异系数均显著上升，提示STC大鼠结肠慢波节律显著异常。通过在体结肠肌电测定，能够较为准确、客观地反映模型大鼠肠道电生理情况，但在体开腹检测操作较为复杂，对操作者技术要求较高；易造成实验动物感染甚至死亡，对无菌操作要求较高。

3.6.2离体结肠肌电测定 乙酰胆碱对胃肠道具有正性作用，可刺激肌肉收缩。在一定张力负荷下，观察药物刺激前后肠道张力变化，以此判断其动力情况。徐天舒等[16]将STC大鼠结肠组织固定于实验系统上，记录经乙酰胆碱刺激前后肌条变化，结果发现，STC大鼠结肠收缩幅度显著低于正常大鼠。林强等[20]将制备好的STC大鼠环、纵行肌肌条放入恒温肌槽(持续充入95%O2和5%CO2混合气体并装有37 ℃ Krebs缓冲液)，保持肌条活性，并在一定张力负荷下，测定肌条收缩振幅和频率，结果显示模型大鼠环、纵行肌肌条收缩振幅和频率均明显低于正常大鼠。

离体检测不存在发生感染事件的情况，操作简便，能够较为准确地评估肠道动力情况。但与在体检测相比，不论是经乙酰胆碱刺激后的离体检测还是在恒温肌槽中的离体检测，均不能完全模拟动物的活体情况，与活体的实际检测结果是否存在误差仍有待确定；且离体检测对肌条的制备及检测的环境较高。

3.7结肠组织病理变化

3.7.1结肠组织大体形态 关于STC的研究，目前国内外多使用苏木精-伊红染色法观察肠道的大体形态改变，采用阿尔新蓝或糖原染色观察肠道黏液分泌情况[25]。Wallace和Keenan[31]使用苏木精-伊红染色对复方地芬诺酯诱导的大鼠近端结肠进行观察分析，并采用结肠病理组织学指数评分标准(结肠病理组织学指数=炎症细胞浸润程度评分+杯状细胞损坏评分情况+病变深度评分)对结肠病理切片进行评价，结果提示，STC大鼠结肠隐窝深度较正常大鼠小，有大量的炎症反应，杯状细胞丢失。Kim等[32]通过观察洛哌丁胺建模发现，STC小鼠横结肠黏膜、肌肉与扁平腔表面显著变薄，黏蛋白分泌总量明显变少。通过观察结肠组织的大体形态，能够一定程度判断其病理变化是否与STC相吻合，但不同造模方法和部位结果有所差别，缺乏统一的判断标准。

3.7.2肠神经系统(enteric nervous system，ENS) ENS包括黏膜下神经丛及肌间神经丛，能够相对独立地调控肠道运动、分泌等多种生理功能。刘丽莎等[33]观察发现，STC小鼠结肠黏膜下环肌层肠胶质细胞、黏膜下神经丛及肌间神经丛的肠神经元数量显著减少，电镜下观察肠胶质细胞结构可见细胞核染色质聚集，部分核固缩，细胞质内线粒体肿胀，粗面内质网扩张。Cheng等[34]通过光学显微镜发现，STC患者结肠内肌间神经丛纤维在固有肌层间出现空泡变性，电镜下盆腔副交感神经有髓纤维有明显空泡变性。Boschetti 等[35]发现严重肠运动障碍患者的肠道推进功能明显受损，其肠神经节间距离显著增加，同时肠神经和黏膜下神经元数量减少。ENS的改变为STC重要发病机制之一，因此对于ENS的观察是准确评估模型不可或缺的一步。

3.7.3ICCs ICCs大多存在于肌间、黏膜下神经丛，多为胃肠道起搏细胞，是胃肠道慢波的发起与传播者，它在胃肠道平滑肌收缩节律、幅度、方向的调节中发挥重要作用[35]。结肠ICCs减少以及分布、结构、功能异常与STC发病密切相关。ICCs结构的破坏或数量的减少可引发胃肠慢波改变，导致胃肠道蠕动功能障碍[35]。酪氨酸激酶受体c-Kit为ICCs的特异性标志物[36]，包云光等[6]通过苏木精-伊红染色及免疫组织化学染色法发现，与正常对照组相比，STC组结肠远端黏膜c-Kit阳性细胞数目较少。陈霞等[27]通过免疫组织化学染色发现，STC小鼠结肠c-Kit阳性及ICCs数显著减少。田宇和毛於安[37]使用免疫荧光技术检测发现,STC大鼠ICCs数显著降低，ICCs交互网络稀薄，细胞变窄变细；便秘大鼠ICCs自噬泡数量较正常大鼠增加，并表现出显著的细胞自噬性死亡，提示细胞自噬引发了STC大鼠肠道内ICCs的数量降低。尽管ICCs与STC关系密切，但存在其他胃肠动力障碍疾病与ICCs有关，因此ICCs的改变并不能作为STC的特异性病理改变，是否能以此作为STC模型评价方法目前仍存在争议。

3.8肠道微生态测定 肠道菌群的代谢产物短链脂肪酸(丁酸为主)通过影响神经递质5-羟色胺的释放、改变肠道水钠吸收、直接影响平滑肌收缩，从而改变结肠运动及排便情况[38]。杨颖等[4]通过对STC大鼠粪便培养发现，粪便中大肠埃希菌含量明显上升，双歧杆菌和乳酸菌含量明显下降。其中，过量的大肠埃希菌可引起肠道微生态失衡，而双歧杆菌及乳酸菌可通过调节胃肠道pH值，对病原菌的生长繁殖产生抑制作用，从而平衡肠道菌群[39-40]。然而，肠道菌群并非直接作用于肠道动力，并不能直接反映STC的特点，故目前国内外研究仍主要将该方法应用于与肠道微生态相关研究中，尚未作为主要建模评价方法。

4 小 结

造模方法的不足：①同种造模方法缺乏统一实施标准，不同报道之间基线期、给药剂量、给药剂型、造模周期等不尽相同；②各模型缺乏统一且准确的评价标准；③多数模型的稳定性不明确，现有报道大多未考虑模型在停止给药后是否会自行恢复问题；④诱导方式单一，目前模型多为单一方法诱导的结果，有别于临床发病原因复杂的特点。因此，在造模方法上，未来需要学者们努力的方向为：①探索同种造模方法的最佳方案，为后来者提供一个统一的实施标准；②重视对模型稳定性的研究探索，推广稳定性强的方法，改进或淘汰稳定性差的方法；③探索更加符合临床发病特点的复合模型。

造模评价方面，不同动物实验报道模型评价方法各异，涵盖了一般情况、粪便情况、结肠动力传输评估、结肠病理及电生理检测、肠神经测定、结肠ICCs检测及肠道微生态等多种方法。但目前国内外尚未形成一套统一的评价标准，而评价的偏差也将深刻影响各项研究的结果。此外，罗马Ⅳ提出“脑-肠互动异常”这一概念，精神心理因素与STC互为因果，但目前研究中，尚未看到关于模型动物精神心理相关的描述及评价。一套完善的评价体系应该以一般情况及粪便情况观察为基础，以判断其是否符合便秘表现；以结肠传输测定为金标准，以明确模型是否符合STC表现。在此前提下，可根据不同研究目的增加肠道张力测定、结肠病理及电生理检测、肠神经测定、结肠ICC检测及肠道微生态等方法，以明确模型是否符合STC病理生理改变。建立符合临床疾病病理、生理特点的动物模型是进行一项实验的重要前提，也是需要全世界学者攻克的难点，未来还需要投入更多时间精力去探索完成。