A型塞内卡病毒病原学、流行病学和诊断研究进展

刘 存，刘 畅，刘 琪，王 静，李秀博，崔尚金，梁 琳*

（1.中国农业科学院北京畜牧兽医研究所，北京 100193；2.农业部兽用药物与兽医生物技术北京科学观测实验站，北京100193）

A型塞内卡病毒（Senecavirus A， SVA）又称为塞内卡山谷病毒（Seneca Valley virus， SVV）是单股正链RNA病毒，是小RNA病毒科塞内卡病毒属唯一成员。该病毒能够感染不同年龄的猪且可致新生仔猪死亡，其对养猪业的生产和经济效益具有很大地威胁。2002年，SVA原型毒株SVV-001在美国马里兰州盖瑟斯堡，由美国遗传治疗公司科研人员从人胚胎视网膜细胞系（PER.C6）中首次分离[1]。之后对SVA原型毒株SVV-001的研究主要集中于其抗神经内分泌源性肿瘤的作用，研究人员将其应用于治疗不同类型的肿瘤[2-4]。SVA原型毒株对猪没有明显的致病性，但是加拿大和美国的研究人员分别在2008年和2012年报道了A型塞内卡病毒相关的猪水疱病病例，这证实了SVA与猪水疱病有关[5-7]。2014年之前，SVA在猪群中的流行、传播、对猪的致病性及其分子特征等相关的研究鲜有报道。然而，自2014年底以来，SVA在美国、巴西等国家猪群暴发给养猪业造成较大损失，同时在北美以外地区也发现SVA所致的猪水疱病[8-16]。SVA是新发的猪病毒性疾病，其所致的临床症状与其他致水疱病相关病原——口蹄疫病毒（Foot and mouth disease virus， FMDV）、猪传染性水疱病病毒（Swine Vesicular Disease Virus， SVDV）、 水疱性口炎病毒（vesicular stomatitis virus， VSV) 和猪水疱性皮疹（Vesicular Exanthema of Swine Virus， VESV）所致临床症状相似，影响新生仔猪存活率，对养猪业存在重大地潜在威胁。为了进一步了解SVA的病原学特征及其对猪的致病特性，本文就SVA的流行病学、致病性、诊断方法等方面进行综述。

1 SVA的发现与流行

猪原发性水疱病（Porcine idiopathic vesicular disease， PIVD）用以指不明病因所致在猪皮肤、鼻镜、口腔、蹄部冠状带等部位出现糜烂和水疱的病例。自1980年以来，美国、加拿大、澳大利亚、新西兰、意大利的猪群就被报道发生PIVD，这些病例排除了FMDV、VSV、VESV、SVDV等猪水疱病相关病原的感染[6，7]。2002年，美国基因治疗公司从PER.C6细胞中分离到SVA原性毒株SVV-001，已确实该病毒是通过被污染的牛血清或者猪胰酶被引入到其他细胞系中的[1]。最初研究发现，SVV-001对人和动物没有致病性，也无证据表明其与任何有害的疾病有关系[2]。然而，加拿大和美国的研究人员分别在2008年和2012年报道了A型塞内卡病毒相关的水疱病[5，7]。这些提供了SVA与PIVD相关的证据。

2014年以前，猪特发性水疱病的报道较少。2004年，美国印第安纳州发生猪水疱病，排除了外来动物疫病病原的感染，但其病因未明确[17]。2006年，Knowles等通过对12株小RNA样病毒的分析，发现这些病毒与SVV-001具有相同的抗原性，但并未确定这些病毒即是SVA[18]。2014年底以来，SVA相关的猪水疱病在巴西不同地区的断奶仔猪和成年猪群暴发，且据统计，1-4日龄的新生仔猪死亡率升高[19，20]。巴西动物卫生部门进行的官方检测排除了口蹄疫病毒、猪瘟病毒和猪流行性腹泻病毒等动物疫病病原的感染，但由其他研究组从不同地区的发病猪中检测出了SVA[17]。巴西一项10年（2007-2016）猪血清学回顾性研究表明，在2014年之前SVA并未在巴西猪群循环，而美国一项20年猪血清学回顾性研究表明，SVA在美国猪群中分布广泛且自1980年以来一直在猪群中循环[5]。自2015年初，SVA相关的水疱病暴发增多，且发现SVA感染与新生仔猪的死亡率升高有关[8-18，19-22]。2016年，加拿大、泰国、哥伦比亚的猪场也受到了SVA感染的影响。

2015年，我国首次从广东地区暴发PIVD猪场的样品中检测到SVA，感染母猪发生水疱病临床症状，感染仔猪出现急性死亡[11]。自2015年以来，我国已在广东、福建、河南、湖北等地区检测出SVA。SVA与FMDV为同病毒科成员，SVA危害虽不及FMDV，但是其是否会随贸易而扩散并形成大范围流行尚不可知。但防患于未然，需引起对SVA的重视，谨防其扩散形成流行。

2 SVA流行病学

由于自2015初以来，关于SVA感染所致猪水疱病报道显著增多，SVA的许多特征也得到了鉴定，因此2015年被认为是SVA感染流行病学的转折点。SVA易感动物可能十分广泛，除不同年龄猪均易感外，研究者在其他动物如牛、鼠等和人的血清中也发现了SVA中和抗体[18]，这些发现也提示SVA可感染动物种类可能较多。

SVA感染的发病率和死亡率在不同种猪上存在差异。SVA潜伏期为4～5 d，在首次感染的猪场，依据猪的日龄和临床症状，发病率介于4%到70%之间，断奶仔猪发病率在0.5%～5%间，育肥猪发病率在5%～30%间，不同的地区间存在差异，母猪发病率高，可达70%～90%[9，19，23，24]。然而，这些感染猪的死亡率很低，约为0.2%，且恢复较快，临床症状持续10～15 d[11]。对于新生仔猪，尤其是1至4日龄的新生仔猪发病率可达70%，死亡率在15%～30%之间[23]。目前尚无感染了SVA的猪场再次暴发猪水疱病的报道。在传播媒介上，据Joshi等的调查，鼠、苍蝇等均检测到了SVA，其可能在SVA传播中起重要作用[25]。发病猪通过口、鼻、粪便排毒。尿液也可能是排毒的途径，带有病毒的尿液成为猪场重要传染源[25]。易感动物与带有水疱或水疱破裂发病猪的直接接触是SVA感染重要的传播途径之一。SVA是否能够垂直传播尚需进一步的研究。

3 SVA病原学特征

分离之初，认为SVV-001与心病毒属成员亲缘关系最近，但是经过进一步的深入分析，根据病毒特征和复制模式将其列入小RNA病毒科并将其归入新的病毒属——塞内卡病毒属。目前，该属仅有代表种一个成员。

SVA作为塞内卡病毒属唯一成员，具有典型的小RNA病毒结构特点。病毒粒子为无囊膜二十面体结构蛋白衣壳，直径约25～30 nm。同其他小RNA病毒科成员相似，SVA基因组由Vpg、5’ UTR、编码一个多聚蛋白的开放阅读框（ORF）、3’ UTR和Poly (A) Trailer，大小约7 200 nt，其5’ UTR区域具Ⅳ型核糖体结合位点[26]。SVA基因组结构遵循L-4-3-4结构，多聚蛋白由病毒编码的蛋白酶加工成成熟蛋白。SVA多聚蛋白在蛋白酶作用下裂解为蛋白和多聚蛋白P1、P2、P3。P1先裂解为VP0、VP1、VP3，VP0进一步裂解为VP2、VP4，4个结构蛋白VP1（1D）、VP2（1B）、VP3（1C）、VP4（1A）共同组成SVA蛋白衣壳，VP1、VP2、VP3位于SVA蛋白衣壳的外侧面，VP4位于蛋白衣壳的内侧面；P2裂解为3个非结构蛋白2A、2B、2C；P3裂解为4个非结构蛋白3A、3B、3C、3D（如图1）。非结构蛋白中，2Apro、3Cpro、3CDpro蛋白与蛋白质加工有关；2B、2C、3AB、3BVPg、3CD-pro和3Dpol与病毒的复制有关。2A蛋白为9个氨基酸的短肽，其C端具有保守序列NPG/P，其可能与核糖体跳跃有关；2B可能起到提高膜通透性的作用；3C为解旋酶样多肽，参与RNA合成。3A功能尚不清楚；3B以引物形式参与RNA合成；3D为RNA依赖性RNA聚合酶的主要组分，参与RNA合成。SVA病毒基因组特征与心病毒属基因组特征非常相似，尤其是P1、2C、3C、3D，而SVA的2B、3A、核糖体结合位点类型与心病毒属的不同。SVA的2A、2B、3A、3B与其他小RNA病毒的2A、2B、3A、3B存在明显差异[5]。

SVA能够适应不同的细胞系。可利用猪睾丸细胞、猪肾细胞（SK-RST、PK-15）、人肺癌细胞（NCI-H1299）、幼仓鼠肾细胞（BHK-21）等细胞系对SVA进行分离。

4 临床症状与病理变化

目前，仅有少数关于SVA试验性感染猪的研究。SVA感染猪的临床症状主要表现为肌肉无力、嗜睡、跛足、腹泻，舌、鼻镜和蹄部冠状带出现充满液体的水疱，水疱破溃后形成溃疡（如图2）。人工感染试验表明，SVA可通过滴鼻、肌肉注射等接种途径使健康猪感染导致发病。Joshi等和Montiel等分别用SVA分离株感染9周龄和16周龄的猪成功复制出了SVA感染猪的临床症状[24，27]。在Joshi等的SVA对猪致病性研究中，在攻毒后第4天试验猪出现了跛行、嗜睡等临床症状，该症状持续2～10 d；攻毒后第4天，在蹄部和/或鼻部出现了水疱，水疱在攻毒后5～6 d破裂形成溃疡并在攻毒后8～9 d形成结痂；病变在攻毒后12～16 d完全消除。攻毒猪在感染期间，直肠体温与对照猪无明显差异；攻毒猪出现短暂的病毒血症，病毒血症约持续7 d，在第3天血液中病毒达到高峰[24，27]。Tousignant 等对母猪和仔猪排毒模式的纵向研究发现，母猪水疱中的SVA浓度最高，但能检测到时间最短，只持续2周。发病后，1周内可检测到病毒血症，之后迅速下降。在哺乳仔猪发病后，病毒血症在发病一周后迅速下降。在断奶后第一周（暴发后4周）以低水平流行，并且也在混合饲养的SVA阴性仔猪也能检测到。 母猪和仔猪发病后，直肠拭子和扁桃体上SVA检出大约持续6周[29]。

图1 SVA基因组结构

图2 SVA感染猪的临床症状[9、27]

图3 SVA感染母猪组织病理学变化[9、11]

SVA感染猪所致病理学变化的研究较少，Wu等通过对自然感染SVA发病母猪、仔猪的组织病理学检查发现，感染母猪大脑组织出现“卫星”和“嗜神经”现象，肺气肿，心脏出血、充血，肝脏出现局灶性坏死，肾脏出现局灶性淋巴细胞、单核细胞浸润，小肠黏膜坏死、脱落（如图3）[11]。

5 宿主抗SVA的免疫反应

目前，仅有少数研究评估了宿主抗SVA感染的免疫反应。目前的研究发现，SVA感染可诱导宿主的早期免疫反应[22，24，30]。SVA感染约5 d后猪体内产生抗体，随着中和抗体滴度的升高，发病猪疾病严重程度降低，病毒血症、脏器组织病毒载量和排毒量也会降低，这也表明随着宿主免疫系统的激活，SVA逐渐被宿主机体清除。 SVA特异性免疫球蛋白IgM以最高水平约持续10 d（感染后5～15 d），随后开始降低直至感染后21 d检测不到，而特异性免疫球蛋白IgG产生较晚，但感染21 d后产生强阳性反应[22，24，30]。

6 SVA的诊断与检测

SVA所致猪水疱病与FMDV、VSV、VESV、SVDV等四大猪水疱病病原所致临床症状不可区分。临床诊断可根据临床症状进行初步诊断，需要通过实验室诊断，进行5种猪水疱病病原的鉴别诊断。目前，针对SVA实验室诊断方法主要有病原学诊断方法和血清学诊断方法。SVA病原学诊断方法包括PCR方法、分子杂交技术等；Bracht A J 等构建SYBR Green RT-qPCR 方法，可快速、高效、特异地检测SVA抗原[31]。Feronato 等构建了高效、特异地SVA巢式PCR检测方法，可应用于SVA的流行病学调查和监测[32]。PCR方法中普通PCR和荧光定量RT-PCR（qRT-PCR）均可有效地检测SVA。qRT-PCR快速、灵敏度高、特异性强，应用于SVA的快速检测、排毒检测及病毒载量检测中。分子杂交技术中RNA原位杂交技术已经应用于SVA的快速检测当中。RNA原位杂交是利用杂交探针识别、靶向经固定、包埋、和制片的组织样品中的SVA特异性序列，通过杂交信号判定SVA的有无。血清学方法中包括间接ELISA、竞争ELISA、间接免疫荧光和病毒中和试验等方法。Dvorak 等通过大肠杆菌表达系统，表达SVA VP1、VP2、VP3三种蛋白，并构建了间接ELISA方法用于检测血清中SVA抗体，发现SVA VP2 ELISA亲和力更高，敏感性和特异性更好，与抗口蹄疫病毒、脑心肌炎病毒和猪流行性腹泻病毒抗体阳性血清不存在交叉反应[33]。Goolia 等SVA抗体竞争ELISA方法，该方法与病毒中和试验、间接免疫荧光等方法的一致性高。血清学的方法适于大规模的流行病学研究或监测[34]。

7 预防与控制

目前，在我国SVA感染仅是零星散发，但是随着时间的推移，不能排除其在我国猪群中形成流行，给养殖业带来较大损害的可能。

对于SVA的预防和治疗，尚无疫苗或特定的治疗方法可用。因此，在SVA的预防和控制上，目前主要依靠卫生防疫措施和生物安全措施。为重要的是，要从意识上重视SVA的预防与控制，同时在行动中严格执行卫生防疫措施和生物安全措施。在SVA预防控制中可采取以下措施：

1）重视SVA预防与控制。

SVA与FMDV属同病毒科病毒，其危害性不及FMDV。SVA所致疫病虽为被OIE通报入动物疫病名录和《中华人民共和国进境动物检疫疫病名录》，但是其传播和危害养猪业的风险不能忽略。部分研究表明，国内SVA分离毒株与美国的SVA毒株的亲缘关系近，这提示SVA随猪贸易传播的可能性极大[11]。同时，SVA感染仔猪导致仔猪死亡率升高，能够给养猪业造成较大经济损失，因此重视SVA预防与控制，同源头控制SVA传播对控制该病的防治和危害具有重要意义。

2）切实、严格执行卫生防疫措施和生物安全措施。

将病原拒于场外，是有效避免感染性病原在养殖场循环，传染病发生的有效措施。严格控制入场车辆、设备、人员和食物等，切实、严格执行消毒措施，防止病原随车辆、设备等输入场区。鼠、苍蝇等携带SVA病原，在SVA传播过程中起一定的作用；SVA可能能够感染不同的动物，因此需采取措施控制鼠、蝇及其他非猪动物入场。

3）重视疫病监测。

目前，我国SVA疫情主要是零星散发，其在我国的起源问题尚不清楚，因此有必要对其进行全国范围的流行病学调查以及回溯性研究，其一为了确定其起源问题，其二要确定其在我国猪群中的分布情况，其三为了预防控制SVA提供必要的流行病学数据，为制定和执行防疫措施提供依据。

4）加快开发水疱病相关病原的鉴别诊断技术。

SVA感染猪后，猪体温并无异常升高现象。在口腔、蹄部冠状带、鼻镜等部位皮肤所表现临床症状，与FMDV、VSV、SVDV、VESV等所致的临床症状不可区分，因此利用快速鉴别诊断技术对水疱病病因进行快速诊断，依据诊断结果制定和采取相应的处置措施。

8 展望

SVA为小RNA病毒科成员，感染猪所表现的临床症状与口蹄疫病毒、猪水疱病病毒、猪水疱疹病毒所致症状非常相似，需进行鉴别诊断。快速鉴别诊断对快速地控制疫情、制定防控措施具有重要意义。SVA危害虽不及口蹄疫病毒，但其感染仔猪导致仔猪死亡率升高，造成经济损失，给养猪业高效绿色健康发展带来了新的挑战。SVA已在我国多个省份猪场检测到，一方面需要对SVA进行回顾性研究，对其进行溯源；另一方需要对其流行病学、免疫、快速诊断技术以及遗传变异机制进行深入研究，以为制定SVA防控方案提供理论依据。

[1] HALES L M， KNOWLES N J，REDDY P S， et al. Complete genome sequence analysis of Seneca Valley virus-001， a novel oncolytic picornavirus [J]. Journal of General Virology， 2008， 89(5)： 1265-1275.

[2] REDDY P S， BURROUGHS K D，HALES L M， et al. Seneca Valley Virus， a Systemically Deliverable Oncolytic Picornavirus， and the Treatment of Neuroendocrine Cancers[J]. Journal of the National Cancer Institute， 2007， 99(21)： 1623.

[3] BURKE M J. Oncolytic Seneca Valley Virus： past perspectives and future directions [J]. Oncolytic Virotherapy， 2016， 5： 81-89.

[4] POIRIER J T， REDDY P S， Idamakanti N， et al. Characterization of a full-length infectious cDNA clone and a GFP reporter derivative of the oncolytic picornavirus SVV-001 [J]. Journal of General Virology，2012， 93(12)： 2606-2613.

[5] HALES L M， KNOWLES N J，REDDY P S， et al. Complete genome sequence analysis of Seneca Valley virus-001， a novel oncolytic picornavirus [J]. Journal of General Virology， 2008， 89(5)： 1265-1275.

[6] PASMA T， DAVIDSON S， SHAW S L. Idiopathic vesicular disease in swine in Manitoba [J]. Canadian Veterinary Journal-revue Veterinaire Canadienne， 2008， 49(1)： 84-85.

[7] SINGH K. Seneca Valley Virus and Vesicular Lesions in a Pig with Idiopathic Vesicular Disease [J]. Journal of Veterinary Science & Technology，2012， 03(6)： 1-3.

[8] VANNUCCI F A， LINHARES D C L， BARCELLOS D E S N， et al.Identification and Complete Genomeof Seneca Valley Virus in Vesicular Fluid and Sera of Pigs Affected with Idiopathic Vesicular Disease， Brazil[J]. Transboundary & Emerging Diseases， 2015， 62(6)： 589-593.

[9] LEME R A， OLIVEIRA T E S，ALCANTARA B K， et al. Clinical Manifestations of Senecavirus A Infection in Neonatal Pigs， Brazil，2015 [J]. Emerging Infectious Diseases， 2016， 22(7)： 1238-1241.

[10] SUN D， VANNUCCI F， KNUTSON T P， et al. Emergence and whole-genome sequence of Senecavirus A in Colombia [J]. Transboundary & Emerging Diseases， 2017，00：1-4.

[11] WU Q， ZHAO X， BAI Y， et al.The First Identification and Complete Genome of Senecavirus A Affecting Pig with Idiopathic Vesicular Disease in China [J]. Transboundary& Emerging Diseases， 2017， 64(5)：1633-1640.

[12] ZHAO X， WU Q， BAI Y， et al.Phylogenetic and genome analysis of seven senecavirus A isolates in China[J]. Transboundary & Emerging Diseases， 2017： 1-8.

[13] ZHU Z， YANG F， CHEN P， et al. Emergence of novel Seneca Valley virus strains in China， 2017 [J].Transboundary & Emerging Diseases，2017， 64(4)： 1024-1029.

[14] HAUSE B M， MYERS O， DUFF J，et al. Senecavirus A in Pigs， United States， 2015 [J]. Emerging Infectious Diseases， 2016， 22(7)： 1323-1325.

[15] ZHANG J， PABLO P， CHEN Q， et al. Full-Length Genome Sequences of Senecavirus A from Recent Idiopathic Vesicular Disease Outbreaks in U.S.Swine [J]. Genome Announcements，2015， 3(6)： 1270-1275.

[16] SAENG CHUTO K， RODTION P，TEMEEYASEN G， et al. The first detection of Senecavirus A in pigs in Thailand， 2016 [J]. Transboundary &Emerging Diseases， 2017：1-4.

[17] AMASS S F， SCHNEIDER J L，MILLER C A， et al. Idiopathic vesicular disease in a swine herd in Indiana [J]. Journal of Swine Health& Production， 2004， 12(4)： 192-196.[18] KNOWLES N J， HALES L M，JONES B H， et al. Epidemiology of Seneca Valley Virus： Identification and Characterization of Isolates from Pigs in the United States [J]. 2006.

[19] LEME R A， ZOTTI E， ALCANTARA B K， et al. Senecavirus A：an emerging vesicular infection in Brazilian pig herds [J]. Transboundary & Emerging Diseases， 2015，62(6)： 603-611.

[20] LEME R A， OLIVEIRA T E， ALFIERI A F， et al. Pathological，Immunohistochemical and Molecular Findings Associated with Senecavirus A-Induced Lesions in Neonatal Piglets [J]. Journal of Comparative Pathology， 2016， 155(2-3)： 145-155.

[21] CANNING P， CANON A， BATES J L， et al. Neonatal Mortality， Vesicular Lesions and Lameness Associated with Senecavirus A in a U.S. Sow Farm [J]. Transboundary & Emerging Diseases， 2016， 63(4)： 373.

[22] GIMENEZ LIROLA G，RADEMACHER C， LINHARES D，et al. Serological and Molecular detection of Senecavirus A associated with an outbreak of Swine Idiopathic Vesicular Disease and Neonatal Mortality [J]. Journal of Clinical Microbiology， 2016， 54(8)： 2082.

[23] BAKER K L， MOWRER C， CANON A， et al. Systematic Epidemiological Investigations of Cases of Senecavirus A in US Swine Breeding Herds [J].Transboundary & Emerging Diseases，2016， 64(1)： 11.

[24] JOSHI L R， FERNANDES M H，CLEMENT T， et al. Pathogenesis of Senecavirus A infection in finishing pigs [J]. Journal of General Virology， 2016， 97： 3267-3279.

[25] JOSHI L R， MOHR K A， CLEMENT T， et al. Detection of the Emerging Senecavirus A in Pigs，Mice and Houseflies [J]. Journal of Clinical Microbiology， 2016， 54(6)：1536.

[26] WILLCOCKS M M， LOCKER N，GOMWALK Z， et al. Structural Features of the Seneca Valley Virus Internal Ribosome Entry Site (IRES)Element： a Picornavirus with a Pestivirus-Like IRES [J]. Journal of Virology， 2011， 85(9)： 4452.

[27] MONTIEL N， BUCKLEY A， GUO B， et al. Vesicular Disease in 9-Week-Old Pigs Experimentally Infected with Senecavirus A [J].Emerging Infectious Diseases， 2016，22(7)： 1246-1248.

[28] FOWLER V L， RANSBURGH R H，POULSEN E G， et al. Development of a novel real-time RT-PCR assay to detect Seneca Valley virus associated with emerging cases of vesicular disease in pigs [J]. Journal of Virological Methods， 2016， 239： 34.

[29] TOUSIGNANT S J P， BRUNER L，SCHWARTZ J， et al. Longitudinal study of Senecavirus a shedding in sows and piglets on a single United States farm during an outbreak of vesicular disease [J]. BMC Veterinary Research， 2017， 13(1)：277.

[30] YANG M， VAN B R， XU W.Generation and diagnostic application of monoclonal antibodies against Seneca Valley virus [J]. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation Official Publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians Inc， 2012， 24(1)： 42.

[31] BRACHT A J， O’HEARN E S，FABIAN A W， et al. Real-Time Reverse Transcription PCR Assay for Detection of Senecavirus A in Swine Vesicular Diagnostic Specimens [J].Plos One， 2016， 11(1)： 146-211.

[32] FERONATO C， LEME R A， DINIZ J A， et al. Development and evaluation of a nested-PCR assay for Senecavirus A diagnosis [J]. Tropical Animal Health & Production，2017：1-8.

[33] DVORAK C M T， AKKUTAYYOLDAR Z， STONE S R， et al. An indirect enzyme-linked immunosorbent assay for the identification of antibodies to Senecavirus A in swine[J]. BMC Veterinary Research， 2016，13(1)： 50.

[34] GOOLIA M， VANNUCCI F， YANG M， et al. Validation of a competitive ELISA and a virus neutralization test for the detection and confirmation of antibodies to Senecavirus A in swine sera [J]. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation， 2017：250-253.