提高植物营养器官含油量的研究进展

2017-02-27 10:14苗迎春雷洁牛蕾蕾
江苏农业科学 2017年1期
关键词:营养器官脂肪酸

苗迎春+雷洁+牛蕾蕾

摘要:与油料种子相比,植物营养器官含油量很低。在进化过程中,叶演变为“源”器官,成为高度专化的碳水化合物合成与输出器官。关于能否运用现代转基因技术,快速改造营养器官的功能,使之增强油合成与积累能力的问题,最近一些研究表明,在营养器官中异位表达参与种子油生产的关键基因能够有效地提高营养器官的含油量。本文拟就这一方面的最近研究进展作一简要综述,以供植物脂类研究者参考。

关键词:三酯甘油;脂肪酸;代谢途径;营养器官;碳流量;目标基因

中图分类号:Q946.4 文献标志码:A 文章编号:1002-1302(2017)01-0001-04

植物油用途广泛,不仅是食用油的主要来源,而且可用于肥皂、表面活性剂、化妆品、涂料、润滑油以及生物柴油的生产。初步估计,食用油的消耗量在2030年之前将翻倍。化学工业界还期望在20年后,植物油能取代40%的原油[1],由此可见,植物油的需求量正在急剧增加。

种子、果实是植物油生产的主要场所,在过去的50年里,很多油料作物的产量得到了大幅度提高,年均遗传增益达1%;同时,人们对种子中的油脂组分进行了有效改良,使之适用于不同的用途[2-3]。然而,研究者普遍认为,油料作物产油量的提高难以满足植物油年需求量的增长。因此,探索与构建新型植物油生产的补充体系显得十分必要。

在通常情况下,植物营养组织中的含油量很低,不足种子中的百分之一。然而,在某些逆境条件下或植物衰老过程中,叶片或茎秆中的含油量呈显著增加的趋势。这些事实说明,营养器官中也存在“产油机器”,且在某些特定条件下,其运转效率可以得到加强。那么,能否将油料种子中的高效“产油机器”整合到植物营养器官中从而提高其产油能力呢?已知种子中油的生产涉及3个关键要素:(1)将光合产物有效地转化为脂肪酸;(2)将脂肪酸有效地掺入到甘油骨架上;(3)降低脂肪酸的降解[4]。笔者将论述近年来在植物营养器官中异位表达控制上述过程的关键基因增强其产油量的研究进展。

1 提高用于脂肪酸合成的碳流量

在成熟叶片中,大约80%的光合产物以蔗糖的形式运输到其他部位,提供植物生长与发育所需的碳源与能量[5]。剩余的碳源,一部分在叶绿体中转化为淀粉,而淀粉则在夜间转化为可溶性糖,还有一部分光合产物用于脂肪酸、极性甘油脂的合成[6-7]。

已有研究表明,在营养组织中过表达脂肪酸合成途径中的关键酶基因或转录因子,能加速光合产物向脂肪酸的转化以及油脂的合成[8]。丙二酰辅酶A是脂肪酸合成的重要前体,Klaus等发现,丙二酰辅酶A合成途径中的限速酶——乙酰辅酶A羧化酶(ACCase)的过表达可使马铃薯(Solanum tuberosum)块茎积累中性的三酰甘油(TAG)[9]。随后,Mendoza等在拟南芥中过表达参与种子成熟和油脂积累调控过程的转录因子LEAFY COTYLEDON2(LEC2),发现在营养组织中积累了种子特异的mRNA,并且储存性三酰甘油含量明显增加[10]。与此一致的是,异位表达由35S强启动子驱动的LEC2基因,可以有效提升拟南芥和烟草营养组织中的含油量[11]。但与此同时,幼苗出现体细胞胚胎发生(somatic embryogenesis)现象,且组织扭曲变形,影响转基因植株的正常生长[12-13]。为解决这个问题,Kim等最近尝试通过衰老诱导表达的方式,在拟南芥叶片中过表达LEC2基因,其结果是与野生型相比,转基因植株的TAG含量增加了3倍,但未出现明显的生长异常[14]。这充分说明,关键基因与合适启动子的有机结合对操控植物营养组织中油脂的合成和积累至关重要。

与LEC2不同,WRINKLED1(WRI1)是主要参与调控脂肪酸及其前体合成的转录因子。WRI1在拟南芥、烟草叶片中过表达可显著提高它们的TAG含量,且在叶片中积累种子特有的二十碳、二十二碳脂肪酸[15-16]。最近,Grimberg等利用转录组测序技术,在转录水平上比较分析了分别含有拟南芥、马铃薯(Solanum tuberosum)、杨树(Populus trichocarpa)、燕麦(Avena sativa)和油莎草(Cyperus esculentus)WRI1基因的转基因烟草,结果发现在上述烟草中,与磷酸烯醇式丙酮酸盐、脂肪酸和TAG合成以及淀粉降解有关的基因的表达呈上调趋势,而与光合作用、淀粉合成相关的基因表达呈下调趋势。燕麦WRI1(AsWRI1)在烟草叶片中的过表达可使TAG含量达到71 nmol/mg[17](图1)。在单子叶禾本科模式植物二穗短柄草(Brachypodium distachyon)中过表达BdWRI1,可上调叶片中与糖酵解和脂肪酸合成有关的基因表达,同时使TAG含量增至对照的32.5倍[18]。

转录因子,可以有效改变碳水化合物的代谢流向,促使更多的光合产物转化为油脂。相应地,通过抑制ADP-葡萄糖焦磷酸酶(AGPase)活性降低淀粉的合成可增强碳水化合物向脂肪酸的转化[15]。此外,突变TGD1或RNAiMGD1,阻止脂肪酸转运进入叶绿体用于类囊体膜脂构建,也能够驱动营养器官内的TAG合成[19]。尽管这些间接手段也在一定程度上提升了營养组织内的油脂含量,但却是以牺牲叶绿体功能作为代价的,因而在生产实践中还有待进一步完善[20]。

2 提高营养组织中脂肪酸组装到甘油骨架上的能力

种子中TAG的合成在内质网上进行,其合成能力与脂肪酸掺入到甘油骨架的效率相关[21]。在经典的Kennedy途径中,3-磷酸甘油酰基转移酶(GPAT)、溶血磷脂酸酰基转移酶(LPAAT)和Acyl-CoA:二酰甘油酰基转移酶(DGAT)分别将脂肪酸组装到甘油的sn-1、sn-2和sn-3位置上。DGAT被公认为参与种子油脂合成的关键限速酶[22],且发现衰老叶片中,此酶参与了TAG的合成[23]。因此,为了剖析营养组织中脂肪酸组装到甘油骨架上的机制,一些研究致力于调查DGAT基因在组成型表达的启动子(如35S)调控下对植物营养器官中油合成的影响。结果显示,AtDGAT1基因在烟草幼苗中的过表达可使其TAG含量增至野生型的5.9倍[24];而在转基因叶片中,TAG含量高达野生型的7倍[25]。同时发现,AtDGAT1基因在烟草中的过表达可使茎秆中的TAG含量达到干质量的2.1%[12](图2)。另外,DGAT活性的增加促进了超长链脂肪酸在营养组织中的积累。当将莱茵衣藻(Chlamydomonas reinhardtii)的DGAT2基因在拟南芥中异源表达时,可发现转基因拟南芥的叶片中产生的TAG含有二十二碳单烯酸、二十四碳酸等超长链脂肪酸[26]。

近10年的研究发现,磷脂:二酰甘油酰基转移酶(PDAT)在TAG的合成中亦起着重要作用[27-28]。当源于叶绿体的脂肪酸被转运到细胞质并经活化生成酰基-CoA后,大部分用于磷脂酰胆碱(PC)、磷脂酰乙醇胺(PE)等磷脂的合成,它们可成为PDAT酶的底物,其中的脂肪酰基可被转移到二酰甘油分子中形成TAG[26,29]。虽然在早前的研究中并未发现PDAT基因的敲除或过表达对拟南芥种子中的油脂含量和脂肪酸组分产生明显的影响[30-31],但是Fan的研究团队最近发现,PDAT1基因在叶片中的脂肪酸合成和脂肪酸在“叶绿体-内质网”的分配调节中起到重要作用。PDAT1、Lipins和SUGAR-DEPENDENT1(SDP1)脂酶可协同促进脂肪酸的β-氧化,在维持膜脂的动态平衡中起着重要作用[19-20,32]。相应地,在sdp1突变体拟南芥中过表达PDAT1,可使叶片中TAG含量达到干质量的2.5%[19](图2)。

最近还有研究发现,源自小鼠(Mus musculus)的单酰甘油酰基转移酶(MGAT)也可以用来改造植物营养组织中油脂的合成能力。在烟草幼苗中异源表达MmMGAT1和MmMGAT2基因,可使TAG含量达到野生型烟草的6~9倍[24]。

需要指出的是,一些脂肪酰基转移酶(譬如PDAT)在营养组织中的作用在一定程度上有别于其在种子中的功能。因此,提高营养组织中油脂的合成,需要了解营养组织中脂肪酸组装的特殊机制。同时,探究更多物种中酰基转移酶基因的功能,对提高植物营养组织中油脂的合成能力并改善油脂的品质有重要的作用。

3 降低脂肪酸和TAG的降解

内质网上合成的TAG,经油体蛋白和单磷脂层的包装,形成脂质体(lipid body)[33]。在植物细胞中,脂质体的形成与降解保持着动态平衡。在脂酶作用下脂质体中的TAG发生降解,释放出游离脂肪酸,进入过氧化物酶体发生β-氧化[32]。抑制脂酶的活性,预计可以降低TAG的降解。在拟南芥的幼苗、根、茎中,编码SDP1脂酶基因的敲除导致TAG含量增加10倍以上(与野生型拟南芥相比)[34]。

类似的,抑制与β-氧化相关的脂肪酸转运过程可以提高营养器官中TAG的含量。已知哺乳动物中的COMPARATIVE GENE IDENTIFICATION-58 (CGI-58)可与过氧化物酶体的PEROXISOMAL ABC-TRANSPORTER1(PXA1)蛋白发生互作[35-36]。在拟南芥CGI58同源基因的突变体叶片中,TAG的含量增至干质量的0.03%~0.22%,同时亚油酸、亚麻酸等多不饱和脂肪酸含量升高[35,37]。而在拟南芥pxa1突变体中,叶片TAG含量增至干质量的0.03%~095%[34-35,38]。不过,CGI58、PXA1基因的功能同时丧失并不能进一步增加TAG含量[35]。另外,参与脂肪酸降解过程的CTS2、ACX1/2基因的突变亦可导致拟南芥叶片和幼苗中TAG含量升高[38-39](图3)。

4 多基因改造策略

植物体内某一代谢流的大小,通常不是由单一的酶促反应决定,而是取决于相关通路中的多个酶促反应的共同作用[5,40]。因此,要大幅提高营养组织的含油量,需要在植物营养器官中进行多基因的改造[21,41-43]。以模式植物拟南芥为例,在sdp1单突变体的根中,TAG含量约为根干质量的 0.32%;而在sdp1中过表达AtDGAT1可使根中TAG含量升至2.2%;若在其中共表达AtWRI1、AtDGAT1基因,TAG含量可达到干质量的8%[34]。类似的,在sdp1中共表达AtPDAT1、OLEOSIN1可使拟南芥叶片中TAG含量达到干质量的6.4%。而在tgd1突变体中共表达这2個基因,可使叶片TAG含量达到干质量的8.6%。令人惊讶的是,在拟南芥tgd1/sdp1双突变体中,叶片TAG含量甚至可达干质量的 8.8%,相当于野生型对照的100倍[34](图4)。

与上述拟南芥营养器官中的多基因改造研究结果一致,在烟草中,运用RNAi手段抑制MGD1的功能,同时过表达AtDGAT1,可使叶片中的TAG含量达到叶干质量的1%[44]。2013年,在Vanhercke的实验室,共表达AtDGAT1、AtWRI1基因使烟草叶片TAG含量增至干质量的2.5%[16]。2014年,他们的研究显示,AtDGAT1、AtWRI1、OLEOSIN基因的共表达可以进一步提高烟草叶片的含油量,使TAG含量达到干质量的15.8%,这相当于相同种植面积下油菜产油量的10倍[45]。以上分析表明,对油合成、积累和降解过程中的关键调控基因进行协同改造,将会更有效地提高营养器官中的含油量,其效果明显优于单基因改造。因此,在今后研究中,在考虑目的基因选择和启动子搭配的同时,应当注重基因组合的选择[46]。

5 展望

由于植物油需求量的增加,提高营养器官含油量的探索性研究引起了广泛关注,然而其可行性有待进一步调查。人们对叶片中光合产物流向和分配的改变而促进TAG合成所产生的后果,看法不一。目前的研究尚无法明确回答营养器官中TAG含量的大幅提高是否会严重影响植物的正常生长与发育。上述的探索性研究均是在实验室条件下进行的,在田间环境条件下,上述试验结果能否重现尚不得而知。还有,哪些关键基因组合、在何种启动子调控下,一方面能促使营养器官含油量提高,另一方面又不会影响植物的正常生长发育?综上所述,要使营养器官成为植物油生产的一个补充体系,尚有很多问题需要解决。不过,近年来国际上在这一领域的研究愈来愈多。我们不能排除这种可能性,即在将来人们可以实现利用营养器官生产植物油的目标。

参考文献:

[1]Carlsson A S,Yilmaz J L,Green A G,et al. Replacing fossil oil with fresh oil-with what and for what?[J]. European Journal of Lipid Science and Technology,2011,113(7):812-831.

[2]Thelen J J,Ohlrogge J B. Metabolic engineering of fatty acid biosynthesis in plants[J]. Metabolic Engineering,2002,4(1):12-21.

[3]Napier J A. The production of unusual fatty acids in transgenic plants[J]. Plant Biology,2007,58(58):295-319.

[4]Bates P D,Stymne S,Ohlrogge J. Biochemical pathways in seed oil synthesis[J]. Current Opinion in Plant Biology,2013,16(3):358-364.

[5]Tjellstrm H,Strawsine M,Ohlrogge J B. Tracking synthesis and turnover of triacylglycerol in leaves[J]. Journal of Experimental Botany,2015,66(5):1453-1461.

[6]Hurlock A K,Roston R L,Wang K,et al. Lipid trafficking in plant cells[J]. Traffic,2014,15(9):915-932.

[7]Xu C C,Fan J L,Cornish A J,et al. Lipid trafficking between the endoplasmic reticulum and the plastid in Arabidopsis requires the extraplastidic TGD4 protein[J]. The Plant Cell,2008,20(8):2190-2204.

[8]Mu J Y,Tan H L,Zheng Q,et al. LEAFY COTYLEDON1 is a key regulator of fatty acid biosynthesis in Arabidopsis[J]. Plant Physiology,2008,148(2):1042-1054.

[9]Klaus D,Ohlrogge J B,Neuhaus H E,et al. Increased fatty acid production in potato by engineering of acetyl-CoA carboxylase[J]. Planta,2004,219(3):389-396.

[10]Mendoza M S,Dubreucq B,Miquel M,et al. LEAFY COTYLEDON 2 activation is sufficient to trigger the accumulation of oil and seed specific mRNAs in Arabidopsis leaves[J]. FEBS Letters,2005,579(21):4666-4670.

[11]Kim H U,Jung S J,Lee K R,et al. Ectopic overexpression of castor bean LEAFY COTYLEDON2 (LEC2) in Arabidopsis triggers the expression of genes that encode regulators of seed maturation and oil body proteins in vegetative tissues[J]. FEBS Open Bio,2013,4(1):25-32.

[12]Nookaraju A,Pandey S K,Fujino T,et al. Enhanced accumulation of fatty acids and triacylglycerols in transgenic tobacco stems for enhanced bioenergy production[J]. Plant Cell Reports,2014,33(7):1041-1052.

[13]Andrianov V,Borisjuk N,Pogrebnyak N,et al. Tobacco as a production platform for biofuel:overexpression of Arabidopsis DGAT and LEC2 genes increases accumulation and shifts the composition of lipids in green biomass[J]. Plant Biotechnology Journal,2010,8(3):277-287.

[14]Kim H U,Lee K R,Jung S J,et al. Senescence-inducible LEC2 enhances triacylglycerol accumulation in leaves without negatively affecting plant growth[J]. Plant Biotechnology Journal,2015,13(9):1346-1359.

[15]Sanjaya,Durrett T P,Weise S E,et al. Increasing the energy density of vegetative tissues by diverting carbon from starch to oil biosynthesis in transgenic Arabidopsis[J]. Plant Biotechnology Journal,2011,9(8):874-883.

[16]Vanhercke T,El Tahchy A,Shrestha P,et al. Synergistic effect of WRI1 and DGAT1 coexpression on triacylglycerol biosynthesis in plants[J]. FEBS Letters,2013,587(4):364-369.

[17]Grimberg ,Carlsson A S,Marttila S,et al. Transcriptional transitions in Nicotiana benthamiana leaves upon induction of oil synthesis by WRINKLED1 homologs from diverse species and tissues[J]. BMC Plant Biology,2015,15(1):1-17.

[18]Yang Y,Munz J,Cass C,et al. Ectopic expression of WRINKLED1 affects fatty acid homeostasis in brachypodium distachyon vegetative tissues[J]. Plant Physiology,2015,169(3):1836-1847.

[19]Fan J L,Yan C S,Zhang X E,et al. Dual role for phospholipid:diacylglycerol acyltransferase:enhancing fatty acid synthesis and diverting fatty acids from membrane lipids to triacylglycerol in Arabidopsis leaves[J]. The Plant Cell,2013,25(9):3506-3518.

[20]Fan J,Yan C,Roston R,et al. Arabidopsis lipins,PDAT1 acyltransferase,and SDP1 triacylglycerol lipase synergistically direct fatty acids toward bioxidation,thereby maintaining membrane lipid homeostasis[J]. Plant Cell,2014,26(10):4119-4134.

[21]Napier J A,Haslam R P,Beaudoin F,et al. Understanding and manipulating plant lipid composition:metabolic engineering leads the way[J]. Current Opinion in Plant Biology,2014,19(100):68-75.

[22]Jako C,Kumar A,Wei Y D,et al. Seed-specific over-expression of an Arabidopsis cDNA encoding a diacylglycerol acyltransferase enhances seed oil content and seed weight[J]. Plant Physiology,2001,126(2):861-874.

[23]Chapman K D,Dyer J M,Mullen R T. Commentary:Why dont plant leaves get fat?[J]. Plant Science,2013,207:128-134.

[24]Petrie J R,Vanhercke T,Shrestha P,et al. Recruiting a new substrate for triacylglycerol synthesis in plants:the monoacylglycerol acyltransferase pathway[J]. PLoS One,2012,7(4):e35214.

[25]Bouvier-Navé P,Benveniste P,Oelkers P,et al. Expression in yeast and tobacco of plant cDNAs encoding acyl CoA:diacylglycerol acyltransferase[J]. European Journal of Biochemistry,2000,267(1):85-96.

[26]Sanjaya,Miller R,Durrett T P,et al. Altered lipid composition and enhanced nutritional value of Arabidopsis leaves following introduction of an algal diacylglycerol acyltransferase 2[J]. The Plant Cell,2013,25(2):677-693.

[27]Xu J,Carlsson A S,Francis T,et al. Triacylglycerol synthesis by PDAT1 in the absence of DGAT1 activity is dependent on re-acylation of LPC by LPCAT2[J]. BMC Plant Biology,2012,12(1):1-22.

[28]Bates P D,Ohlrogge J B,Pollard M. Incorporation of newly synthesized fatty acids into cytosolic glycerolipids in pea leaves occurs via acyl editing[J]. Journal of Biological Chemistry,2007,282(43):31206-31216.

[29]Bates P D,Fatihi A,Snapp A R,et al. Acyl editing and headgroup exchange are the major mechanisms that direct polyunsaturated fatty acid flux into triacylglycerols[J]. Plant Physiology,2012,160(3):1530-1539.

[30]Stahl U,Carlsson A S,Lenman M,et al. Cloning and functional characterization of a phospholipid:diacylglycerol acyltransferase from Arabidopsis[J]. Plant Physiology,2004,135(3):1324-1335.

[31]Mhaske V,Beldjilali K,OHLROGGE J,et al. Isolation and characterization of an Arabidopsis thaliana knockout line for phospholipid:diacylglycerol transacylase gene (At5g13640)[J]. Plant Physiology and Biochemistry,2005,43(4):413-417.

[32]Fan J L,Yan C S,Xu C C. Phospholipid:diacylglycerol acyltransferase-mediated triacylglycerol biosynthesis is crucial for protection against fatty acid-induced cell death in growing tissues of Arabidopsis[J]. Plant Journal,2013,76(6):930-942.

[33]Chapman K D,Dyer J M,Mullen R T. Biogenesis and functions of lipid droplets in plants[J]. Journal of Lipid Research,2012,53(2):215-226.

[34]Kelly A A,van Erp H,Quettier A L,et al. The SUGAR-DEPENDENT1 lipase limits triacylglycerol accumulation in vegetative tissues of Arabidopsis[J]. Plant Physiology,2013,162(3):1282-1289.

[35]Park S,Gidda S K,James C N,et al. The α/β hydrolase CGI-58 and peroxisomal transport protein PXA1 coregulate lipid homeostasis and signaling in Arabidopsis[J]. Plant Cell,2013,25(5):1726-1739.

[36]Yamaguchi T,Omatsu N,Morimoto E,et al. CGI-58 facilitates lipolysis on lipid droplets but is not involved in the vesiculation of lipid droplets caused by hormonal stimulation[J]. Journal of Lipid Research,2007,48(5):1078-1089.

[37]James C N,Horn P J,Case C R,et al. Disruption of the Arabidopsis CGI-58 homologue produces Chanarin-Dorfman-like lipid droplet accumulation in plants[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America,2010,107(41):17833-17838.

[38]Slocombe S P,Cornah J,Pinfield-Wells H,et al. Oil accumulation in leaves directed by modification of fatty acid breakdown and lipid synthesis pathways[J]. Plant Biotechnology Journal,2009,7(7):694-703.

[39]Hernández M L,Whitehead L,He Z,et al. A cytosolic acyltransferase contributes to triacylglycerol synthesis in sucrose-rescued Arabidopsis seed oil catabolism mutants[J]. Plant Physiology,2012,160(1):215-225.

[40]Fell D A. Understanding the control of metabolism[M]. London:Portland Press,1997.

[41]Van Erp H,Kelly A A,Menard G,et al. Multigene engineering of triacylglycerol metabolism boosts seed oil content in Arabidopsis[J]. Plant Physiology,2014,165(1):30-36.

[42]Xu C,Shanklin J. Triacylglycerol metabolism,function,and accumulation in plant vegetative tissues[J]. Plant Biology,2016,67(67):1311-1328.

[43]Vanhercke T,Petrie J R,Singh S P. Energy densification in vegetative biomass through metabolic engineering[J]. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology,2014,3(1):75-80.

[44]Wu H Y,Liu C,Li M C,et al. Effects of monogalactoglycerolipid deficiency and diacylglycerol acyltransferase overexpression on oil accumulation in transgenic tobacco[J]. Plant Molecular Biology Reporter,2013,31(5):1077-1088.

[45]Vanhercke T,El Tahchy A,Liu Q,et al. Metabolic engineering of biomass for high energy density:oilseed-like triacylglycerol yields from plant leaves[J]. Plant Biotechnology Journal,2014,12(2):231-239.

[46]Zale J,Jung J H,Kim J Y,et al. Metabolic engineering of sugarcane to accumulate energy-dense triacylglycerols in vegetative biomass[J]. Plant Biotechnology Journal,2016,14(2):661-669.

猜你喜欢
营养器官脂肪酸
揭开反式脂肪酸的真面目
钩藤生物碱的组织化学定位研究
荷莲荳脂肪酸成分分析
揭开反式脂肪酸的真面目
濒危植物海南风吹楠营养器官解剖结构特征
聚乙二醇渗透胁迫对苜蓿幼苗营养器官离子含量的影响
衍生化GC-MS同时测定苍耳子中14种脂肪酸的含量
长链脂肪酸和脂肪酸酯对热敏复配物变色性能的影响
反式脂肪酸对内皮细胞脂肪酸组成的影响