听神经病的研究进展

党炯 郭玉芬 徐百成

兰州大学第二医院耳鼻咽喉头颈外科（兰州 730030）

听神经病(auditory neuropathy，AN)，自 1996 年由Starr命名后经历了不断改名的过程，在2008年的意大利国际新生儿听力筛查会上改名为听神经病谱系障碍，2015年Kaga发表文章认为对于成人，听神经病不等于听神经病谱系障碍，Kaga团队以听性脑干反应（auditory brainstem response，ABR）与耳声发射（otoacoustic emissions,OAEs）的结果将听神经病谱系障碍分为三类，认为第三型才是听神经病[1]。同年Starr及Rance发表文章认为由于听神经病的研究较前明晰，听神经病谱系障碍这一名称已不再适用，建议再次改名为听神经病[2]。这一疾病的名称经历了这些争议后，最终在2017年国际耳内科医师协会举办的第二届国际听神经病论坛确定为听神经病[3]。新生儿中AN的患病率为0.09‰，约有6.5%的先天性感音神经性聋的病因为AN[4]。AN的病理生理学特征为外毛细胞功能正常、内毛细胞和听神经突触和/或听神经功能不良，临床表现为患者言语识别率受损的程度与听力受损的程度不相符，患者在噪声环境下言语识别率下降；听力学检查特征是可引出正常的耳蜗微音电位(co‐chlear microphonics,CM)以及有意义的OAEs，但患者的ABR波形缺失或难以辨认[5]。

AN包括非综合征型和综合征型，非综合征型AN只有听觉系统的临床表现，而无其他系统的病变；综合征型AN包括Charcot-Marie-Tooth病、Friedreich’s ataxia、Guillain-Barre神经病、线粒体疾病等，听力障碍只是系统性神经退行性疾病的临床症状之一。

1 内毛细胞带状突触

哺乳动物的突触声音编码发生在内毛细胞和传入螺旋神经节神经元(spiral ganglion neurons,SGN)突触后神经元之间的第一个听觉突触处[6]，即内毛细胞带状突触。它属于谷氨酸能突触，包括位于毛细胞基底部的突触前部位、突触本身和由SGN的终末树突及突触后谷氨酸受体组成的突触后部位，对听觉信号传导及同步化有重要作用。听觉突触与其他神经突触有所不同：首先一个SGN只能由一个内毛细胞的活性区激活，但一个内毛细胞能与数个SGN的神经末梢形成听觉突触；其次内毛细胞的静纤毛偏转后，位于内毛细胞膜的机械电压门控通道允许阳离子流入，这种离子流动触发了位于内毛细胞基底部突触附近的电压依赖性钙通道的开放，使突触囊泡融合，并在突触前释放谷氨酸，将声音信号传递到SGN，最终传至听觉中枢；再者谷氨酸能囊泡通过内毛细胞带状突触时分级释放是该类突触形成声音时间编码高度特异性的机制；另外内毛细胞带状突触前组织只允许传递一种信号，这种信号由时序编码（最高1 kHz），并且没有听觉疲劳性[7]。

2 病因

AN病因复杂，研究表明约48%为特发性，10%可能与中毒、代谢、免疫和感染因素(如耳毒性药物、缺氧、高胆红素血症、脱髓鞘和病毒感染)有关，约42%与遗传有关，如常染色体隐性遗传基因OTOF、PJVK，常染色体显性遗传基因OPA1、X染色体隐性遗传基因AIMF1[8]。多种基因与AN的相关性反映了AN分子机制的复杂性。

OTOF基因突变是非综合征型AN最常见的分子病因，遗传方式为常染色体隐性遗传[9]。OTOF基因位于染色体2p23.3，编码otoferlin蛋白，这是一类富有多个C2结构域的Ca2+结合蛋白，该蛋白主要分布在耳蜗毛细胞突触囊泡中，对囊泡启动、融合和补充有重要作用。OTOF基因的特定突变使otoferlin蛋白缺失或功能稳定性降低，影响囊泡的补充速率，进而限制SGN的激活，引起AN。针对蒙古人种的研究表明，AN患者中OTOF基因的突变频率在日本为56.5%(13/23)，在中国为41.2%(14/32)[9,10]。在相关研究队列中，OTOF基因在亚洲人群中最主要的突变位点是c.5816G＞A(p.R1939Q)[11,12]，另外发现了c.5791C＞A(p.Pro1931Thr)、c.5534G＞A(p.Gly1845Glu)及c.4227+5G＞C等突变形式。我国学者对248名非综合征型听神经病患者进行OTOF基因筛查研究，发现我国AN患者致病突变集中在外显子[13]。针对韩国人的研究也表明，OTOF基因的突变位点分布相对集中，主要位于外显子21到46之间，集中于otoferlin蛋白的C2D、C2E和C2F结构域[14]。另外日本的一项面向2256个听障患者的队列研究，发现了OTOF基因四种新的突变形式：c.3007_3008del(p.L1003fs)、c.3214C＞T(p.Q1072X)、c.4346_4347insGCAT(p.I1449fs)和 c.4960+2T＞C[12]。Nicola等人通过小鼠基因敲除方法证实OTOF基因的Ile515Thr位点的突变会引起otoferlin蛋白水平的下降，推测蛋白降解加速最终引起突触功能的损害，使听觉同步性受到影响进而导致AN。Nicola等人还认为Ile515Thr突变可能与温度敏感性听神经病有关[15]。

PJVK基因是非综合征型AN的分子病因之一，表现为常染色体隐性遗传，其中最常见的突变是p.R183w。PJVK基因编码的pejvakin蛋白与听觉传导关系密切，早期的研究显示pejvakin蛋白可能参与毛细胞和神经元信号传递[16]，也有研究认为该蛋白作为过氧化物酶相关蛋白，在氧化应激时诱导过氧化物酶体在毛细胞中的增殖[17]。Harris等人发现PJVK基因突变对外毛细胞功能的影响呈现时间依赖性，表现为随着年龄增长，外毛细胞的功能下降[18]。但也有研究并没能证明PJVK基因与AN的明确关系，比如一些PJVK基因无义突变的患者，其听力进行性下降并且OAE缺失[19]，甚至还发现与AN密切相关的p.R183w突变的患者，OAE也有缺失。由此可见PJVK基因与AN的相关性尚存在争议，有待进一步研究明确。

常染色体显性遗传的SLC17A8基因编码vglut3蛋白，在内毛细胞中选择性表达。vglut3蛋白是谷氨酸信号转导通路的重要介质，介导内毛细胞带状突触对谷氨酸囊泡的摄取，在听觉系统中起着重要作用。以往的研究认为SLC17A8基因突变影响了谷氨酸递质的释放，使内毛细胞带状突触功能受到影响，引起AN[20]。但Shrestha等人发现Vglut3-/-小鼠的螺旋神经元显著减少[21]，认为这可能是SLC17A8基因突变引起AN的潜在原因。SLC17A8基因突变引起AN的机制还需要开展深入研究。

AUNX1基因座，定位在chrXq23-q27.3，遗传方式为X-连锁隐性遗传。纵亮等人现已确定引起AUNX1型AN的基因为AIFM1，AIFM1基因编码凋亡诱导因子-1，这是一种位于线粒体膜间隙的黄素蛋白，其主要功能是诱导细胞凋亡，参与调控线粒体的结构和氧化代谢过程。他们利用全外显子测序发现了AIFM1基因一种新的错义突变p.R451Q，该突变可能通过影响内毛细胞及螺旋神经节细胞的线粒体功能，继而引起AN。研究认为该基因突变是家族性和偶发性AN的原因之一[19,22]。最近的研究也表明AIFM1基因突变还与严重的线粒体脑肌病、产前脑室肥大、Cowchock综合征有关[23]，这些疾病的共同特征是发育障碍，如智力迟钝、运动功能障碍、肌肉无力以及在MRI表现为大脑形态异常。

Shimizu等人首次描述了一种特殊的疾病：常染色体显性视神经萎缩(autosomal dominant optic atrophy,ADOA)伴听力丧失[24]，Amati-Bonneau 等人认为这种疾病是综合征性AN，其分子病因可能是OPA1基因。Namba等人认为OPA1突变使GTP酶活性降低，从而导致线粒体功能障碍引起综合征性AN[25]。由于与OPA1基因突变相关的神经元特异性功能障碍的潜在分子通路尚不明确，因此OPA1的具体致病机制尚不清楚，现认为该基因突变可能与神经元缺乏保护或补偿OPA1基因的功能有关。

大量的研究表明AN与上述基因有关，但是研究也发现该病与最常见的非综合征聋病基因GJB2突变可能合并存在。K.Rajputa等人对97例AN患者进行病因学研究，发现有部分患者合并有GJB2突变[26]。对一名中国AN患者进行Sanger测序，发现该患者发生GJB2c.235delC突变[27]。由于GJB2突变使内耳离子稳态失衡，引起细胞外的钾离子蓄积，导致细胞死亡。因此在上述研究中患者的耳声发射的存在很可能代表了耳蜗顶端仍然有部分外毛细胞存在。GJB2基因突变引起AN的机制不明，还需进一步的研究确定。

AN的临床病因较为庞杂，临床观察发现该病与高胆红素血症关系密切。听觉系统对胆红素高度敏感，当新生儿罹患高胆红素血症时，高浓度的游离胆红素(unconjugated bilirubin,UCB)穿透血脑屏障，引起神经细胞复杂的功能改变，选择性损伤脑干听觉核团、听觉神经和主要听觉神经元的螺旋神经节，最终导致听力损失[5]。有研究也证实，向高胆红素血症大鼠模型连续注射促红细胞生成素(erythropoietin,EPO)可以显著增强对听觉神经的保护[28]，对临床上向高胆红素血症患儿注射EPO预防AN提供了一定的参考价值。高胆红素是新生儿常见病，有回顾性研究显示，高胆红素血症新生儿AN的发生率为2.4%，重度高胆红素血症新生儿AN发生率更高[29]，预防和及时治疗高胆红素血症是减少AN的重要途径。

3 临床特征

AN患者临床表现具有多样性，约92.5%（360/389）的AN患者表现为双侧[30]。婴幼儿患者一般表现为中重度听觉丧失，仅个别患者存在低频残余听力，言语发育障碍。而成人患者多表现为成年后低频听力下降，伴有言语识别能力的明显下降，特别是噪声环境下的言语识别能力障碍[5]，部分成人患者伴有轻中度耳鸣，感冒、疲劳及环境噪音等因素会使患者耳鸣加重[31]。纯音听阈可表现为轻、中、重度不等的听力下降，言语识别率与听力下降的程度无明显相关性。婴幼儿及成人共同的听力学特征为ABR无法引出或分化差，OAE多表现为正常，CM波均可引出，声导抗常为A型曲线，镫骨肌反射无法引出。兰兰等学者对AN患者进行对照研究，结果表明安静环境下言语识别率好的AN患者在噪声环境下言语识别能力下降显著[32]。综合征性听神经病患者在发生听力障碍的同时或先后还伴发周围神经病变。研究表明我国综合征性AN患者周围神经病变多表现为视力下降，其次是感觉运动障碍，如走路不稳、四肢末梢麻木、四肢运动障碍、肌张力下降等[33]。温度敏感性听神经病，是AN的特殊类型，患者表现为听阈随体温的升高而升高。

4 诊断

AN的诊断主要依靠临床症状和听力学检查，但也需要神经影像学的辅助。与通常的感音神经性聋相比，OAE和CM的正常引出是典型AN最重要的特点[5]。由于OAE同时受到外耳道、中耳甚至年龄因素的影响，所以部分AN患者不一定能引出OAE，但这类患者的CM始终存在，因此CM是诊断AN毛细胞活性的可靠方法[34]。ABR异常有助于定位听觉通路病变的部位，ABR的波I由听神经远端部分产生，突触前病变(如OTOF相关的带状突触病变)和听神经的神经性病变中均表现为I波缺失[35]。有学者认为，耳蜗电图(EcochG)为AN的诊断与鉴别提供了有价值的信息，表现为双侧均可引出-SP波形，但AP波或消失或波幅较小。尤其对于婴幼儿期的AN，它具有更高的敏感性和特异性，甚至可以区分突触前障碍与突触后障碍[36]。有学者研究了听觉皮层电位与AN的关系，认为P100/N100的缺失与言语感知能力受损高度相关。听觉皮层电位可用于量化听神经和/或内毛细胞带状突触的时间处理缺陷。所以，P100/N100的缺失也可作为AN的一种诊断方法。磁共振成像(magnetic resonance imaging,MRI)和计算机断层扫描(computed tomog‐raphy scans，CT)是目前诊断听觉通路结构异常的首选方法，MRI不仅可以确定听神经是否缺失、发育不良等，还可以用于判断AN的患儿是否适合人工耳蜗植入。

5 治疗

由于AN的病因及发病机制并不完全明了，目前针对AN的治疗主要是人工听觉辅助治疗，而光生物学治疗可能是未来能在临床上运用的有效方法。

5.1 人工耳蜗植入术

近30年来，人工耳蜗植入术（cochlear implant,CI）已经成为重度至极重度感音神经性听觉障碍患者的首选治疗。多数AN的听觉通路结构正常，所以多数AN行CI效果良好。部分临床观察显示CI对多数AN有效：Alzhrani等人对早期行CI手术的AN患者与无AN的重度或极重度听觉障碍的CI患者进行对比，发现其术后效果无明显差别[37]。对于听神经完整的AN患者，CI是一种有效方法[38]。OTOF基因突变的AN病变在突触前，观察证实该类患者效果好，由此在术前进行基因诊断是精准医学的成功实践。PJVK基因和OPA1基因与CI的关系也是密切的。陈赤乌等人对CI患者进行回顾性研究，发现PJVK基因突变的患者与CI术后效果差密切相关，他们认为这种结果可能与PJVK基因突变影响了螺旋神经节或脑干听觉核团有关[39]。据Katahira等人报道，由OPA1突变引起的AN，其CI术后效果较好[40]。部分AN可能存在听神经的病变及听觉通路的不完整，这是CI疗效不确定的原因，需要在术前进行听力学和影像学的综合评估[7,35]。Attias等人对AN患者CI术后疗效进行研究发现，拥有低频残余听力的患者在噪声下感知语音及音乐感知等方面优于无低频残余听力的患者，这可能与低频残余听力可以提供额外的时域信息编码有关[41]。

5.2 助听器

佩戴助听器也是AN的听觉补偿方法之一，Walker等人对12名AN患儿和22名感音神经性耳聋(sensorineural hearing loss,SNHL）患儿佩戴助听器后的效果进行了比较，他们认为助听器对SNHL患儿和AN患儿的效果是近似的[42]。但Rance等人的研究结果与此有所不同，他们观察到尽管助听器具有扩声效果，但是AN患者使用助听器后，言语识别能力的改善并不显著[43]，由此认为助听器对AN患者的言语识别能力作用有限。Prashanth等对25例获得性AN患者佩戴耳背式无通道助听器和耳背式多通道助听器开展比较研究，结果表明无通道助听器的效果优于多通道助听器，究其原因是因为多通道助听器在处理声音时有言语感知延迟，这种延迟会使多通道助听器对神经不同步的AN患者的助听效果造成负向影响[44]。由此看来，助听器对AN患者的效果是有限的，使用助听器的过程中，应该对患者密切观察，若助听器效果不佳，应采用其他治疗措施。

5.3 光生物调节

光生物调节（photobiomodulation，PBM）治疗是一种促进神经生长或诱导轴突再生的新方法。有学者尝试用光生物学治疗AN。Min等人利用哇巴因诱导建立听神经病的沙鼠模型，哇巴因是一种Na+-K+-ATP酶抑制剂，可以造成沙鼠的I型螺旋神经节神经元的快速丢失，而对毛细胞的损伤最小，这与听觉神经病的病理表现相似[45]。Min等人的研究结果表明，光生物学调节可以通过挽救或再生局部应用哇巴因后受损的神经结构来增强听功能。该研究仍有一定的局限性，尚未完全证明光生物学调节可以治疗AN，但为AN提供了潜在的治疗新方向。

6 展望

由于AN是一种异质性疾病，并且致病机制并不十分明了，因此开展AN的病因学和病理学研究具有显著的必要性。现今对OTOF基因突变引起AN的机制研究较多，OTOF基因突变引起AN的机制及其人工耳蜗植入术后效果较其他基因较为明确，其他基因突变与AN的关系以及治疗有待进一步研究。干细胞治疗、基因治疗及光生物治疗等新型治疗方法是未来治疗AN的趋势。在分子水平明确揭示突变基因编码的蛋白的功能及其与听觉通路的影响是当今亟需解决的科学问题，针对AN的基础研究任重而道远。