蛹虫草基质多糖对雄性小鼠生殖毒性的影响

吴雨龙，江海涛，王仁雷，汪振炯，华春,*

（1.南京晓庄学院食品科学学院，江苏 南京 211171；2.江苏第二师范学院生命科学与化学化工学院，江苏 南京 210013）

蛹虫草基质多糖对雄性小鼠生殖毒性的影响

吴雨龙1，江海涛1，王仁雷2，汪振炯1，华春1,*

（1.南京晓庄学院食品科学学院，江苏 南京 211171；2.江苏第二师范学院生命科学与化学化工学院，江苏 南京 210013）

目的：探究蛹虫草基质多糖（Cor dyceps militaris stroma polysaccharides，CMSP）对雄性小鼠生殖毒性的影响。方法：ICR雄性小鼠50 只，随机分成5 组，设空白对照组、阳性对照组以及不同CMSP剂量（150、300、600 mg/（kg·d））组。阳性对照组小鼠腹腔注射环磷酰胺（20 mg/（kg·d）），连续5 d；实验组小鼠灌胃不同剂量CMSP，连续灌胃30 d；空白对照组小鼠灌胃相同体积蒸馏水，定期称质量。30 d后，颈椎脱臼法处死各组小鼠，取睾丸和附睾称质量，计算脏器指数。苏木精-伊红（hematoxylin-eosin，HE）染色法对小鼠睾丸组织进行病理学检查；红细胞计数测定精子数量；中性红活体染色法检测精子活动率和畸形率；酶联免疫吸附法（enzyme-lin ked immunosorbent assay，ELISA）测定血清中睾酮（testosterone，TTE）、黄体生成素（luteinizing hormone，LH）、卵泡刺激素（follicle stimulat ing hormone，FSH）含量；免疫组化-链霉菌抗生物素蛋白-过氧化物酶法（streptavidinperosidase，SP）检测睾丸Bcl-2、Bax蛋白表达水平。结果：CMSP各剂量组小鼠体质量增长率、精子数量和精子活动率明显高于阳性对照组（P＜0.05），精子畸形率明显低于阳性对照组（P＜0.05），CMSP各剂量组间及其与空白对照组间的差异无统计学意义（P＞0.05）；CMSP各剂量组小鼠血清中TTE含量明显高于阳性对照组（P＜0.05），LH及FSH含量显著低于阳性对照组（P＜0.05），CMSP各剂量组间的差异无统计学意义（P＞0.05）；睾丸内Bax蛋白表达量显著低于阳性对照组（P＜0.05），而Bcl-2蛋白表达量则显著高于阳性对照组（P＜0.05），CMSP各剂量组间的差异无统计学意义（P＞0.05）。结论：CMSP对雄性小鼠无生殖毒性作用。

蛹虫草基质多糖；生殖毒性；雄性小鼠

蛹虫草（Cordycep militaris (L.) Link）又名北冬虫夏草或北虫草，隶属于真菌界（Kingdom Fungi），真菌门（Eumycota），子囊菌亚门（Ascomycotina），子囊菌纲（Ascomycetes），肉座菌目（Hypocreales），麦角菌科（Clavicipitaceae），虫草属（Cordyceps），与冬虫夏草属于同属真菌，是虫草属的模式种[1]。蛹虫草具有和冬虫夏草相似的活性成分和药理作用[2]，并且人工培养技术也已成熟，逐渐成为冬虫夏草的理想替代品。有关研究表明，蛹虫草含有蛋白质、脂类、糖类、维生素及多种微量元素，18 种氨基酸齐全；含有虫草多糖、虫草素、虫草酸和超氧化物歧化酶等生物活性物质，并且含量十分丰富[3-4]。

蛹虫草可采用蚕蛹、大米、小麦等培养基进行人工栽培[2]，但采收过蛹虫草的基质大多被废弃，没有得到有效利用，而基质中的多糖含量约为子实体中的2～4 倍，并具有较高的抗氧化活性[5-6]。蛹虫草多糖是蛹虫草中含量最多的药理活性物质，是一类高分子复合物，具有抗肿瘤[7]、抗氧化[8]、降血糖[9-10]、降血脂[11]、保肝[12]、提高免疫力[13-15]等作用，而有关蛹虫草基质多糖对雄性生殖毒性的研究尚未见报道，生殖系统对毒物的作用十分敏感，在其他系统还未出现毒性反应前，生殖系统可能已出现了损害。本研究通过探究蛹虫草基质多糖对雄性小鼠生殖毒性的影响，为提高蛹虫草人工栽培的附加值及保健安全使用提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料、动物与试剂

蛹虫草基质多糖（Cordyceps militaris stroma polysaccharides，CMSP）由南京晓庄学院生物化工与环境工程学院实验中心提供。

雄性ICR小鼠，体质量18～25 g，扬州大学比较医学中心提供，动物合格证号：SCXK（苏）2012-0004。

兔抗免疫组化试剂盒、Rabbit Anti-Bcl-2抗体、Rabbit Anti-Bax抗体 北京北化康泰临床试剂有限公司；小鼠睾酮（testosterone，TTE）酶联免疫吸附（enzyme-linked immunosorbent assay，ELISA）检测试剂盒、黄体生成素（luteinizing hormone，LH）ELISA检测试剂盒、卵泡刺激素（follicle stimulating hormone，FSH）ELISA检测试剂盒 南京建成生物工程研究所；其他试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

RE-3000旋转蒸发器、SHZ-Ⅲ型循环水真空泵 上海亚荣生化仪器厂；紫外-可见分光光度计 北京普析通用仪器有限责任公司；台式冷冻干燥机 美国Labconco公司；高速冷冻离心机 美国热电公司；通用酶标仪、自动洗板机 美国伯乐公司；Nikon 50i生物显微镜 日本尼康公司。

1.3 方法

1.3.1 CMSP的制备

称取5 g采收过蛹虫草的基质粉末，加入200 mL水，摇匀，再加入2 000 U的纤维素酶2.5 mL，调节pH值到4.8，50 ℃水浴1.5 h，再转移到80 ℃水浴中灭酶2 h，然后再进行超声波处理，30 ℃处理40 min，4 200 r/min离心10 min，收集上清糖液。将收集到的糖液旋转蒸发到一定体积，采用Se vag法除蛋白，除蛋白后的糖液采用4 倍体积的95%乙醇进行醇沉，在4 ℃冰箱中醇沉24 h，经抽滤、冷冻干燥得到CMSP。

1.3.2 动物分组及给药

取雄性ICR小鼠50 只，体质量18～25 g，在室温（22±3）℃，相对湿度30%～70%，自由摄食、饮水的饲养条件下，适应性饲养5 d后，随机分成5 组，每组10 只：空白对照组、阳性对照组和3 个CMSP剂量组（150、300、600 mg/（kg·d），以体质量计，下同）。CMSP剂量组小鼠每天定时灌胃给药，连续30 d；空白对照组小鼠灌胃相同体积的蒸馏水，连续30 d；阳性对照组小鼠采用腹腔注射环磷酰胺20 mg/（kg·d），连续5 d。

1.3.3 小鼠一般状态观察

实验期间观察小鼠的精神状态、行为、毛发光泽度、死亡等情况，每周称量小鼠体质量一次。

1.3.4 小鼠血清中TTE、LH和FSH含量的测定

30 d后，各组小鼠眼球采血，3 000 r/min离心10 min，取上清液，4 ℃保存备测。按照ELISA试剂盒说明书方法测定血清中TTE、LH、FSH含量。

1.3.5 小鼠脏器指数的测定

眼球采血后，颈椎脱臼法处死小鼠，取两侧睾丸和附睾，用滤纸吸干睾丸和附睾组织上的血液，称质量，并按照下式计算睾丸和附睾的脏器指数[16]。

1.3.6 小鼠精子数量、活动率及畸形率的测定

取小鼠两侧附睾，迅速转移到37 ℃预热的含有精子培养液的培养皿中，用手术剪刀剔除附睾上附着的脂肪组织，静置1～2 min，将附睾转移到另一个含精子培养液的培养皿中。用手术刀沿附睾纵向作4～5 个深切口，将此培养皿置于37 ℃恒温培养箱中扩散5 min，去掉残余的附睾组织，精子悬液保存在37 ℃恒温培养箱中备用。按照下述方法检测精子数量、精子活动率和精子畸形率。

精子数量：取两滴摇匀的精子悬液滴入血细胞计数板，按红细胞计数法[17]计数（107个/mL）；精子活动率：用中性红活体染色法，计数5 个不同视野内各100 个精子，计算精子活动率；精子畸形率：取精子悬液滴于洁净的载玻片上，均匀推片，待玻片晾干后用甲醇固定5 min，晾干后用质量分数2%的伊红水溶液染色1～2 h，用水轻柔冲洗，干燥，400 倍镜检。每只小鼠检查完整的精子200 条，计数精子畸形率。

1.3.7 小鼠睾丸组织病理学观察

用10%的中性甲醛溶液固定睾丸组织，采用乙醇梯度脱水，透明的二甲苯和常规石蜡对睾丸进行包埋处理，5 μm均匀切片，苏木精-伊红（hematoxylin-eosin，HE）染色，100 倍镜下观察睾丸组织形态结构的变化。

1.3.8 小鼠睾丸中Bax和Bcl-2表达量的测定

采用免疫组化-链霉菌抗生物素蛋白-过氧化物酶法（streptavidin-perosidase，SP）[18]检测小鼠睾丸中Bax和Bcl-2的表达量。组织蜡块5 μm均匀切片、脱蜡、水化，体积分数3%的H2O2溶液灭活内源性过氧化物酶，按试剂盒说明书的操作步骤进行二氨基联苯胺（diaminobenzidine，DAB）显色5～8 min，水洗终止显色反应，苏木精轻度复染、水冲洗返蓝、1%的盐酸-乙醇分化、水冲洗，然后进行镜检。Bax和Bcl-2阳性产物表达于间质细胞和生精细胞的胞浆中，以及胞浆内的棕黄色颗粒。采用图像分析系统进行Bax和Bcl-2表达半定量分析，即每组随机选取10 张切片，于400 倍镜下随机选择10 个生精小管，测定阳性产物的平均灰度。

1.4 统计学分析

采用SPSS 15.0软件进行单因素方差分析，t检验法比较各组之间差异是否显著，实验结果以±s表示，显著性水平为α=0.05。

2 结果与分析

2.1 小鼠的一般状态及体质量变化

空白对照组和CMSP各剂量组小鼠大便正常，活动敏捷，步态、行为及对外界反应情况正常，无死亡小鼠。阳性对照组小鼠均出现稀便、软便，体质量增长抑制，毛色暗淡、无光泽、不顺滑，精神不振，尿液颜色棕黄等现象。2～3 周后，小鼠稀便、软便情况得到缓解，各组均无死亡小鼠。其中阳性对照组小鼠反应明显迟缓。

图1 CMSP对雄性小鼠体质量增长的影响Fig.1 Effect of CMSP on body weight gain in male mice

如图1所示，与空白对照组和CMSP各剂量组比较，阳性对照组小鼠体质量增长被抑制，CMSP各剂量组间及其与空白对照组间均无显著差异（P＞0.05），与阳性对照组间差异显著（P＜0.05）。

2.2 CMSP对雄性小鼠血清性激素水平的影响

如图2所示，空白对照组和CMSP各组小鼠TTE含量均显著高于阳性对照组（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异无统计学意义（P＞0.05）；空白对照组和CMSP各剂量组LH、FSH含量均显著低于阳性对照组（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异无统计学意义（P＞0.05）。

图2 CMSP对雄性小鼠血清TTE、LH、FSH含量的影响Fig.2 Effect of CMSP on serum TTE, LH and FSH in male mice

2.3 CMSP对雄性小鼠脏器指数的影响

图3 CMSP对雄性小鼠脏器指数的影响Fig.3 Effect of CMSP on viscera indices of male mice

如图3所示，CMSP各剂量组小鼠的睾丸、附睾质量，睾丸指数、附睾指数与空白对照组比较，均无显著差异（P＞0.05），与阳性对照组比较差异均具有统计学意义（P＜0.05）。

2.4 CMSP对雄性小鼠精子数量、活动率、畸形率的影响

图4 CMSP对雄性小鼠精子数量、活动率、畸形率的影响Fig.4 Effect of CMSP on sperm count, sperm motility and sperm malformation rate of male mice

如图4所示，与阳性对照组比较，空白对照组和CMSP各剂量组小鼠的精子数量明显增多（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异均无统计学意义（P＞0.05）；与阳性对照组比较，空白对照组和CMSP各剂量组小鼠的精子活动率明显升高（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异均无统计学意义（P＞0.05）；与阳性对照组比较，空白对照组和CMSP各剂量组小鼠的精子畸形率明显降低（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异均无统计学意义（P＞0.05）。小鼠各种不同的精子形态见图5。

图5 小鼠不同类型精子形态（×400）Fig.5 Different types of sperm morphology (× 400)

图6 CMSP对雄性小鼠睾丸组织结构的影响（×100）Fig.6 Effect of CMSP on the structure of testis tissue (× 100)

2.5 CMSP对雄性小鼠睾丸组织结构的影响

如图6所示，空白对照组小鼠的生精细胞形态正常，排列整齐，生精细胞层数完整，间质细胞和支持细胞形态正常，生精小管基膜连续、完整（图6A）。阳性对照组小鼠的生精细胞间隙增大、部分缺失，生精细胞层明显减少、变薄，间质细胞部分消失，生精小管支持细胞缺失，生精小管内结构杂乱，无正常结构，也无精子，管腔内出现空泡（图6C）。CMSP 600 mg/（kg·d）组小鼠的生精细胞形态正常，各级生精细胞清晰可见，间质细胞和支持细胞形态均正常，管腔均匀（图6B）。

2.6 CMSP对雄性小鼠睾丸中Bax和Bcl-2表达水平的影响

图7 CMSP对小鼠睾丸间质细胞中Bax和Bcl-2相对表达量的影响Fig.7 Effect of CMSP on Bax and Bcl-2 expression in testicular interstitial cells of mice

如图7所示，CMSP各剂量组小鼠的睾丸间质细胞及生精细胞内均可检测到Bax、Bcl-2的表达，主要表达于间质细胞的胞浆中，精原细胞和精母细胞的胞浆中也有所表达。空白对照组和CMSP各剂量组小鼠的Bax相对表达量明显低于阳性对照组（P＜0.05），Bcl-2相对表达量明显高于阳性对照组（P＜0.05），除阳性对照组外，各组间差异均无统计学意义（P＞0.05）。Bax和Bcl-2在小鼠睾丸中的表达形态见图8、9。

图8 CMSP对雄性小鼠睾丸Bax表达的影响（×400）Fig.8 Effect of CMSP on the expression of Bax in testes of male mice (× 400)

图9 CMSP对雄性小鼠睾丸Bcl-2表达的影响（×400）Fig.9 Effect of CMSP on the expression of Bcl-2 in testes of male mice (× 400)

3 讨 论

多糖是蛹虫草中的主要活性成分之一，其含量丰富，是进行蛹虫草开发利用的主要功能性物质，具有抗癌、抗糖尿病、抗肿瘤和保肝等作用[19]。深化蛹虫草多糖的研究，有助于进一步开发蛹虫草多糖相关的保健食品和治疗药物。

睾丸是雄性生殖系统的重要组成部分之一，其中80%为生殖小管[20]。正常情况下，生精小管管壁中，由外到内是精原细胞、初级精母细胞、次级精母细胞、精子细胞、分化中的精子、成熟精子。成熟精子随后进入管腔，在附睾内精子进一步成熟并获得运动能力[21]。睾丸的功能除了产生成熟的精子外，还能合成并分泌雄性激素。因此，睾丸的正常形态对维持睾丸功能的正常至关重要。本研究结果表明，CMSP各剂量组小鼠的睾丸质量、附睾质量、睾丸指数、附睾指数明显高于阳性对照组，其中CMSP 600 mg/（kg·d）组小鼠的相关指标甚至高于空白对照组；CMSP各剂量组小鼠的精子数量和精子活动率明显高于阳性对照组，精子畸形率明显低于阳性对照组，且CMSP 600 mg/（kg·d）组小鼠的精子数量和精子活动率甚至高于空白对照组，精子畸形率低于空白对照组；HE染色结果表明，CMSP 600 mg/（kg·d）组小鼠的睾丸间质细胞和生精上皮细胞无损伤。因此CMSP对雄性小鼠的睾丸、附睾、睾丸间质细胞和各级生精细胞无毒性作用。

睾丸分泌的最主要雄性激素为TTE，约占血浆中TTE总量的95%。TTE进入曲细精管，与生精细胞内的TTE受体结合，对促进精子的生成和刺激生殖器官的发育等有重要的作用。临床上TTE缺乏的患者表现为原发性无精子或精子发生完全停止[22]。本研究发现，CMSP灌胃雄性小鼠30 d后，雄性小鼠的血清TTE水平与阳性对照组差异显著，而与空白对照组无明显差异，且CMSP 300、600 mg/（kg·d）组小鼠的血清TTE水平略高于空白对照组。以上结果提示CMSP对雄性小鼠TTE分泌无抑制作用。

TTE的分泌有基础分泌和促性腺激素诱导分泌两种形式，后者受下丘脑-垂体-性腺轴的调节。下丘脑分泌的促性腺激素释放激素，经垂体门脉系统作用于促性腺激素细胞，使之分泌LH和FSH。LH和FSH再经血液运输到睾丸，与睾丸内细胞上的受体结合，促使间质细胞内TTE的合成。当血液中TTE含量升高到一定程度后，TTE又以负反馈方式作用于下丘脑-垂体-性腺轴，从而抑制促性腺激素释放激素、LH和FSH，保证血液中TTE的含量维持在一定的水平[23]。本研究中，灌胃CMSP的雄性小鼠血清中TTE含量与阳性对照组比较显著上升，TTE对下丘脑-垂体-性腺轴的负反馈抑制增强，所以小鼠血清中LH 和FSH的含量显著下降，而与空白对照组比较无显著差异。以上结果提示CMSP对LH和FSH的分泌无影响。

睾丸生殖细胞的凋亡和细胞的增殖分化受到多种基因的控制。Bcl-2蛋白家族是细胞凋亡的重要调控基因，Bax和Bcl-2是Bcl-2蛋白家族中两个典型的促凋亡和抑凋亡蛋白，且二者通过形成同源或异源二聚体来调节细胞凋亡[24]。近年来的研究提示，Bax和Bcl-2这两种蛋白均参与了生精细胞凋亡的过程[25-26]。本研究结果显示，虽然Bax在睾丸间质细胞、支持细胞和精母细胞中有表达，但均为阴性表达，而CMSP各剂量组小鼠睾丸中的Bcl-2蛋白表达显著高于阳性对照组。以上结果提示CMSP对雄性小鼠睾丸生殖细胞无促凋亡作用。

综上所述，CMSP对雄性小鼠无生殖毒性作用，在食品保健和治疗药物方面具有较好的开发应用前景。

[1] 邵力平. 真菌分类学[M]. 北京: 中国林业出版社, 1984: 109.

[2] 王建芳, 杨春清. 蛹虫草有效成分及药理作用研究进展[J]. 中医药信息, 2005, 22(5): 30-32.

[3] 桂仲争, 朱雅红. 蛹虫草的人工培养、有效成分及药理作用研究进展[J]. 蚕业科学, 2008, 34(1): 178-180.

[4] 孙月, 薛阳, 王琦. 野生蛹虫草与组培蛹虫草子实体的成分测定与分析[J]. 辽宁师专学报: 自然科学版, 1999(1): 86-87.

[5] 刘苏萌, 王丽娟, 司艳红, 等. 蛹虫草基质粗多糖提取及抗氧化活性测定[J]. 食品科技, 2009, 34(7): 179-181.

[6] WU Dingtao, XIE Jing, WANG Lanying, et al. Characterization of bioactive polysaccharides from Cordyceps militaris produced in China using saccharide mapping[J]. Journal of Functional Foods, 2014, 9: 315-323.

[7] YOO H S, SHIN J W, CHO J H, et al. Effects of Cordyceps militaris extract on angiogenesis and tumor growth[J]. Acta Pharmacologica Sinica, 2004, 25(5): 657-665.

[8] SHIN K H, LIM S S, LEE S H, et al. Antioxidant and immunostimulating activities of the fruiting bodies of Paecilomyces japonica, a new type of Cordyceps sp.[J]. Annals of the New York Academy of Sciences, 2001, 928(1): 261-273.

[9] CHOI S B, PARK C H, CHOI M K, et al. Improvement of insulin resistance and insulin secretion by water extracts of Cordyceps militaris, Phellinus linteus, and Paecilomyces tenuipes in 90% pancreatectomized rats[J]. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry, 2004, 68(11): 2257-2264.

[10] ZHANG Guo qing, HUANG Yuedong, BIAN Yong, et al. Hypoglycemic activity of the fungi Cordyceps militaris, Cordyceps sinensis, Tricholoma mongolicum, and Omphalia lapidescens in streptozotocin-induced diabetic rats[J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2006, 72(6): 1152-1156.

[11] KOH J H, KIM J M, CHANG U J, et al. Hypocholesterolemic effect of hot-water extract from mycelia of Cordyceps sinensis[J]. Biological and Pharmaceutical Bulletin, 2003, 26(1): 84-87.

[12] 江海涛, 吴雨龙, 王仁雷, 等. 蛹虫草基质多糖对酒精所致小鼠急性肝损伤的保护作用[J]. 食品科学, 2014, 35(13): 223-227. doi: 10.7506/spkx1002-6630-201413043.

[13] KIM G Y, KO W S, LEE J Y, et al. Water extract of Cordyceps militaris enhances maturation of murine bone marrow-derived dendritic cells in vitro[J]. Biological and Pharmaceutical Bulletin, 2006, 29(2): 354-360.

[14] YU Rongmin, SONG Liyang, ZHAO Yu, et al. Isolation and biological properties of polysaccharide CPS-1 from cultured Cordyceps militaris[J]. Fitoterapia, 2004, 75(5): 465-472.

[15] WANG Mi, MENG Xinyu, YANG Ruile, et al. Cordyceps militaris polysaccharides can enhance the immunity and antioxidation activity in immunosuppressed mice[J]. Carbohydrate Polymers, 2012, 89(2): 461-466.

[16] 王心如. 毒理学基础[M]. 北京: 人民卫生出版社, 2003: 119-121.

[17] 马青年, 马晓年, 马智, 等. 实用男性学[M]. 天津: 天津科学技术出版社, 1988: 53-55.

[18] 陈玉培, 牟崇明, 季道如, 等. 参附注射液对大鼠缺血再灌注心肌Bcl-2、Bax与c-fos基因蛋白表达的影响[J]. 第三军医大学学报, 2006, 28(19): 1939-1941.

[19] 于溢, 安家彦, 马军香. 蛹虫草胞外多糖的提取和纯化[J]. 大连轻工业学院学报, 2000, 19(4): 268-270.

[20] 王全胜, 齐丽丽, 马涛, 等. 不育男性双侧Ⅰ度精索静脉曲张对睾丸体积和生殖激素水平的影响[J]. 中国男科学杂志, 2010, 24(2): 48-50.

[21] 李颉, 黄迪, 何立群. 雷公藤多苷致雄性生殖功能损害研究进展[J].辽宁中医杂志, 2010, 37(8): 1626-1629.

[22] 宋博, 蔡志明. 精子形成的调控机制及其进展[J]. 现代泌尿外科杂志, 2011, 16(6): 575-576.

[23] 王颖, 佟倜, 孙迎春. 下丘脑-垂体-睾丸轴激素的振荡行为与非线性动力学模型[J]. 东北师范大学学报: 自然科学版, 2009, 41(2): 92-94.

[24] 杨筱珍, 陈耀星, 王子旭, 等. 基因对雄性生殖细胞凋亡调控的研究进展[J]. 中国畜牧兽医, 2004, 31(1): 24-27.

[25] SAIKUMAR P, DONG Zheng, WEINBERG J M, et al. Mechanisms of cell death in hypoxia/reoxygenation injury[J]. Oncogene, 1998, 17(25): 3341-3350.

[26] YANG Jie, LIU Xuesong, BHALLA K, et al. Prevention of apoptosis by Bcl-2: release of cytochrome c from mitochondria blocked[J]. Science, 1997, 275: 1129-1132.

Reproductive Toxicity Risk Assessment for Polysaccharides from Cordycep s militaris Stroma in Male Mice

WU Yulong1, JIANG Haitao1, WANG Renlei2, WANG Zhenjiong1, HUA Chun1,*
(1. School of Food Science, Nanjing Xiaozhuang University, Nanjing 211171, China; 2. School of Life Science and Chemistry, Jiangsu Second Normal University, Nanjing 210013, China)

Objective: To explore the effect of Cordyceps militaris stroma polysaccharides (CMSP) on reproductive toxicity in male mice. Methods: Totally 50 ICR male mice were randomly divided in to fi ve groups including blank control group, positive control group, and CMSP treatment groups at different doses (150, 300 and 600 mg/( kg·d)). The mice from positive control group were administered with cyclophosphamide at a dose of 20 mg/(kg·d) for 5 days via intraperitoneal injection. The mice from CMSP treatment groups were administered with CMPS at various doses for 30 days. The mice from blank control group were administered with an identical volume of distilled water via gavage. After 30 days, the mice from each group were sacrifi ced by cervical dislocation, the harvested testes and epididymides were weighed and organ indices were calculated. HE staining was applied for pathological examination of testes, the number of sperm was detected by red blood cell counting method, eosin staining method was used to detect sperm motility and abnormality, the serum concentrations of testosterone (TTE), luteinizing hormone (LH), follicle-stimulating hormone (FSH) were assessed by ELISA, and immunohistochemical SP method was used to detect the expression of Bcl-2 and Bax protein in testes. Results: Weight growth rate, sperm count and sperm motility in the treatment group s were signifi cantly higher than in the positive control group (P ＜ 0.05). Sperm malformation rate in the treatment groups was signifi cantly lower than in the positive control group (P ＜ 0.05) although no obvious statistical signifi cance was observed among the treatment and blank control groups (P ＞ 0.05). The se rum level of TTE in the treatment groups was signifi cantly higher than that in the positive control group (P ＜ 0.05),and LH and FSH were signifi cantly lower than those in the positive control group (P ＜ 0.05), but there was no statistical difference among the treatment groups. The expression level of Bax protein in testes from the treatment groups was signifi cantly lower than that in the positive control group (P ＜ 0.05), while the expression level of Bcl-2 was signifi cantly higher than that in the positive control gr oup (P ＜ 0.05); however, there was no statistically signifi cant differ ence among the treatment groups (P ＞ 0.05). Conclusion: CMSP has no obvious toxicity to the reproductive system of male mice.

Cordyceps militaris stroma polysaccharides (CMSP); reproductive toxicity; male mice

TS201.2

A

1002-6630（2015）19-0227-06

10.7506/spkx1002-6630-201519041

2014-11-18

国家高技术研究发展计划（863计划）项目（2012AA021701）；国家自然科学基金面上项目（21376112）；江苏省自然科学基金面上项目（BK2014020929）

吴雨龙（1980-），男，讲师，博士研究生，研究方向为毒理学和药理学。E-mail：xiaoyatou422@sina.com

*通信作者：华春（1963-），女，教授，本科，研究方向为植物生理生化。E-mail：hc3501988@163.com