超声耦合大孔树脂固定床吸附与解吸附黑果腺肋花楸花色苷的传质特性

戴妍贤，沈 娟，龚文进，韩永斌，李丹丹，陶 阳,*

（1.南京农业大学食品科技学院，江苏 南京 210095；2.南京农业大学 全谷物食品工程研究中心，江苏 南京 210095）

黑果腺肋花楸（Aronia melanocarpa）又称黑果花楸，是蔷薇科腺肋花楸属植物[1]，20世纪90年代引进中国[2]，并于2018年9月获批为国家新资源食品原料[3]。黑果花楸含有丰富的酚类物质，主要包括花色苷、黄酮醇、黄烷醇、原花青素、酚酸等，其中花色苷可占多酚含量的25%[4]。已有研究表明，黑果花楸花色苷具有抑菌[5]、抗炎[6]、保护肝脏[7]、预防糖尿病[8]等功效。然而，花色苷类多酚在储藏过程中易受到可溶性糖、有机酸和蛋白质等组分影响，导致稳定性和功能性下降[9]。为了有效发挥黑果花楸花色苷的精准营养功能，提高产品稳定性，亟需对黑果花楸花色苷的分离纯化技术开展研究。

常见花色苷分离纯化方法包括柱层析[10]、高速逆流色谱[11]、膜分离[12]、高效液相色谱（high performance liquid chromatography，HPLC）法[13]等，但上述方法无法同时在分离效率、处理规模、样品纯度、分离成本上满足食品工业生产的需求。其中，大孔树脂柱层析法多用于花色苷粗提物的纯化，在分离桑葚[14]、葡萄[15]、蓝莓[16]花色苷方面已有研究基础，具有成本较低、处理量大的优点[17]。但是，大孔树脂柱层析依然存在分离效率和花色苷回收率低、溶剂消耗量大、树脂用量大等缺点。为了实现黑果花楸花色苷的高效精准制备，需对传统柱层析分离技术进行改良。

超声波是频率高于20 kHz的机械波，其在液态介质中传播产生的机械和空化效应可显著促进加工过程中物质的迁移，强化食品干制[18]、组分提取[19]、分离纯化[20]等加工单元。目前，已有研究报道在开放体系下（如三角瓶、烧杯等）超声可用于强化大孔树脂对花色苷及其他酚类物质的吸附和解吸附。Wu Yue等[21]发现，在279 W/L超声辅助下，三角瓶中大孔树脂纯化后蓝莓花色苷的回收率提高了52.8%。在Ismail等[22]的研究中，超声处理显著提高了开放体系下大孔树脂吸附/解吸附猴面包树果肉中黄酮类化合物的能力，并缩短了平衡时间。此外，本课题组前期预实验结果表明，超声可影响固定床体系下大孔树脂吸附花色苷的传质过程。但是，目前尚鲜见关于超声耦合大孔树脂固定床分离的研究报道。为了促进分离新技术的开发和花色苷资源的高效利用，需系统研究超声耦合固定床分离纯化效果及传质特性。

综上，本研究设计超声耦合大孔树脂固定床装置，系统分析超声场下黑果花楸花色苷的分离纯化行为。研究不同超声强度和柱床高度对固定床中大孔树脂吸附黑果花楸花色苷传质特性的影响，以及不同超声强度和洗脱液极性对固定床中大孔树脂解吸附黑果花楸花色苷传质行为的影响。在此基础上，进一步分析吸附/解吸附过程中单体花色苷及其他酚类物质的分离特性及树脂颗粒的理化性质，以期为花色苷分离纯化新技术和新设备的开发提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

新鲜黑果花楸（A. melanocarpa(Michx.) Ell）由辽宁省鞍山市岫岩县黑果花楸繁育基地提供，品种为‘富康源一号’。样品运达实验室后立即保存于－18 ℃冰箱中。

XAD-7HP大孔树脂 北京索莱宝科技有限公司；花色苷、黄酮、酚酸标准品 上海源叶生物科技有限公司；其他化学品均为分析纯或色谱纯。

1.2 仪器与设备

VCX-150超声波破碎仪 美国Sonics公司；BS-100A自动部份收集器 上海沪西分析仪器厂有限公司；UV-2802型紫外-可见分光光度计 尤尼柯（上海）仪器有限公司；H1650-W台式高速离心机 湖南湘仪实验室仪器开发有限公司；XOWX-100真空冷冻干燥机 南京先欧仪器制造有限公司；LC-2010A HPLC仪 日本岛津公司；Mastersizer 300激光粒度仪 英国马尔文公司；BELSORP小型N2吸附仪 德国拜耳公司。

超声辅助大孔树脂固定床吸附和解吸附装置由本课题组自主设计，如图1所示，装置主要包括带夹套的层析柱（用于控温）、超声探头、超声波发生器、恒流泵（2 个）和自动接收器。其中层析柱内半径为1.3 cm，超声探头半径为3.2 mm，超声探头插于固定床中，探头前端距层析柱底部尼龙滤网0.5 cm，超声波发生器的功率为20 kHz，最大输出功率为150 W。

图1 超声辅助固定床纯化装置Fig. 1 Ultrasound-assisted fixed bed purification device

1.3 方法

1.3.1 大孔树脂活化

XAD-7HP大孔树脂参照Wu Yue等[21]的方法进行活化。树脂于去离子水中充分溶胀后，用95%（体积分数，下同）乙醇溶液冲洗至洗脱液澄清，再用去离子水洗涤至无乙醇气味。用4%盐酸溶液充分冲洗树脂，并用去离子水洗涤至中性。随后，用质量分数5%氢氧化钠溶液充分冲洗树脂，再用去离子水洗涤至中性。最后，将树脂在60 ℃烘箱内干燥至恒质量。

1.3.2 黑果花楸粗提液的制备

粗提液的制备参照Tao Yang等[23]的方法并稍作修改。黑果花楸在4 ℃条件下解冻12 h，与50%乙醇溶液以1∶3（m/V）比例混合打浆，置于300 W超声波细胞破碎仪中20 ℃下处理30 min，结束后使用 8 层纱布过滤，进一步于8 000 r/min条件下离心20 min得上清液。随后，40 ℃旋转蒸发去除乙醇，制得黑果花楸粗提液，存放于－18 ℃待用。

1.3.3 超声辅助大孔树脂固定床吸附和解吸附

1.3.3.1 超声辅助固定床吸附

将活化后的树脂于去离子水中充分溶胀，缓慢转移入层析柱中，控制溶液液面比固定床层高1 cm。将去离子水以3 mL/min的速率冲洗柱床2 h，充分平衡柱床。将初始花色苷质量浓度（ρA,0）为200 mg/L的黑果花楸粗提液（pH 2.5）以3 mL/min的速度上样，在柱床底端收集流出液，每管6 mL，并测定花色苷质量浓度（ρA,t）。吸附过程中超声强度分别为0、8.44、18.76 W/cm2，柱床高度分别为2.5、4.5 cm，采用全因子法进行实验设计，共计6 组超声辅助大孔树脂固定床吸附处理，每组吸附处理重复3 次。

以ρA,t/ρA,0为纵坐标，吸附时间为横坐标，构建不同处理下的吸附穿透曲线[24]，并得出吸附突破时间（tb）（ρA,t/ρA,0＝0.1所需的时间）和流穿时间（ts）（ρA,t/ρA,0＝0.9所需的时间）[25-26]，进一步计算相关传质参数，包括吸附量（qt）（按公式（1）计算）、吸附率（At）（按公式（2）计算）、传质区长度（按公式（3）计算）。固定床在tb和ts时的吸附量分别为突破吸附量（qtb）和流穿吸附量（qts），对应的吸附率为突破吸附率（Atb）和流穿吸附率（Ats）。

式中：v为流速/（mL/min）；ρA,0为进样花色苷质量浓度/（mg/L）；ρA,t为t时刻流出液中花色苷质量浓度/（mg/L）；t为时间/min；m为树脂质量/g；lb为柱床高度/cm。

1.3.3.2 超声辅助固定床解吸附

装柱及平衡过程同1.3.3.1节，固定床高度设为4.5 cm。以3 mL/min的流速将75 mL黑果花楸粗提液（pH 2.5，花色苷质量浓度ρA,0为200 mg/L）上样，然后使用4 倍柱床体积的去离子水冲洗，去除床层内可溶性糖、有机酸等杂质，在柱床底端收集流出液，测定其中可溶性糖、有机酸、花色苷质量，判断杂质分离效果。

水洗完成后，使用乙醇-水洗脱液解吸附花色苷，流速为3 mL/min。在柱床底端收集流出液，每管6 mL，测定花色苷质量浓度（ρA,t）。解吸附过程中超声强度分别为0、8.44、18.76 W/cm2，洗脱液乙醇体积分数分别为25%、60%和95%，采用全因子法进行实验设计，共计9 组超声辅助大孔树脂固定床解吸附处理，每组解吸附处理重复3 次。以时间为横坐标、ρA,t为纵坐标，绘制动态解吸附曲线，并计算解吸附过程中花色苷解吸附量（mt）（按公式（4）计算）和解吸附终点对应的解吸附率（D）（按公式（5）计算）。

式中：v为流速/（mL/min）；ρA,t为t时刻流出液中花色苷质量浓度/（mg/L）；t为时间/min；ρA,0为进样花色苷质量浓度/（mg/L）；VI为粗提液进样体积/L；ρW为进样及水洗过程中流出液花色苷质量浓度/（mg/L）；VW为上样及水洗过程流出液总体积/L。

1.3.4 大孔树脂固定床纯化前后的花色苷和多酚纯度

收集1.3.3.2节中解吸附后的样品，40 ℃旋转蒸发去除乙醇，然后冷冻干燥（真空度15 Pa、时间48 h）并称质量。结束后测定冻干粉中总花色苷和总酚质量，分别计算样品中花色苷和多酚的纯度（P）（按公式（6）计算）。

式中：m1为样品质量/mg；m2为样品中总花色苷或总酚质量/mg。

1.3.5 黑果花楸粗提液和纯化液中组分测定

分析吸附、解吸附过程所收集样液中总花色苷、总酚、可溶性糖、有机酸、单体花色苷和非花色苷单体酚类物质的质量浓度。

1.3.5.1 总花色苷质量浓度的测定

总花色苷质量浓度的测定采用分光光度法[27]。使用酸化乙醇（V（乙醇）∶V（水）∶V（HCl）＝69∶30∶1）适当稀释所收集待测样品，在540 nm波长处测定吸光度，按公式（7）计算总花色苷质量浓度（ρA）。

式中：A540nm为540 nm波长处吸光度；D为样品稀释倍数；总花色苷质量浓度以每升样品液中矢车菊素-3-O-葡萄糖苷的质量表示。

1.3.5.2 总酚质量浓度的测定

总酚质量浓度的测定采用福林-酚比色法[28]。取0.2 mL适当稀释后的样品，依次加入1.5 mL稀释10 倍体积的福林-酚试剂及1.5 mL Na2CO3溶液（75.0 g/L），混匀后室温避光静置1 h，于765 nm波长处测定吸光度。以没食子酸为标准品制作标准曲线，根据标准曲线方程计算总酚质量浓度，总酚质量浓度以每升样品液中没食子酸的质量表示。

1.3.5.3 可溶性糖质量浓度的测定

可溶性糖质量浓度的测定采用硫酸-蒽酮比色法[29]。取1 mL适当稀释后的样品，依次加入1 mL去离子水和0.5 mL蒽酮溶液（1 g蒽酮溶于50 mL乙酸乙酯）。随后加入5 mL浓硫酸，混匀后煮沸并保持1 min，冷却后于630 nm波长处测定吸光度。以无水葡萄糖为标准品制作标准曲线，根据标准曲线方程计算可溶性糖质量浓度，可溶性糖质量浓度以每升样品液中葡萄糖的质量表示。

1.3.5.4 单体花色苷质量浓度的测定

采用HPLC法测定单体花色苷的质量浓度[30]。HPLC条件如下：TC-C18柱（4.6 mm×25 mm，5 μm）；检测波长520 nm；流动相A为0.5%三氟乙酸溶液，流动相B为乙腈。洗脱条件：0～5 min，10%～12% B；5～14 min，12%～13% B；14～16 min，13%～14% B；16～18 min，14%～16% B；18～19 min，16%～18% B；19～22 min，18%～22% B；22～35 min，22%～30% B；35～45 min，10% B；柱温30 ℃；流速0.6 mL/min，进样量10 μL。

1.3.5.5 非花色苷单体酚类物质质量浓度的测定

采用HPLC法测定单体酚类物质的质量浓度[31]。HPLC条件如下：Inertsil ODS-3柱（4.6 mm×250 mm，5 μm）；酚酸类成分检测波长为280 nm，黄酮类成分检测波长为350 nm；流动相A为1%醋酸溶液，流动相B为含有1%醋酸的甲醇溶液。洗脱条件为：0～10 min，10%～26% B；10～25 min，26%～40% B；25～45 min，40%～65% B；45～55 min，65%～95% B；55～58 min，95%～10% B；58～65 min，10% B；柱温25 ℃；流速0.6 mL/min，进样量20 μL。

1.3.5.6 有机酸质量浓度的测定

采用HPLC法测定有机酸的质量浓度[30]。HPLC条件：TC-C18柱（4.6 mm×25 mm，5 μm）；检测波长210 nm；流动相为0.08 mol/L KH2PO4溶液（用磷酸调节至pH 2.9）。洗脱条件：等度洗脱，柱温30 ℃，流速0.7 mL/min，进样量20 μL。

1.3.6 可溶性糖及有机酸流出率的测定

1.3.6.1 可溶性糖流出率

按1.3.5.3节方法测定黑果花楸粗提液中可溶性糖质量浓度，根据进样体积计算进样黑果花楸粗提液中总可溶性糖质量（ms1/mg）。收集进样和去离子水洗脱过程流出液，按1.3.5.3节方法测定其中可溶性糖质量浓度，根据流出液体积计算流出液中可溶性糖质量（ms2/mg）。按公式（8）计算可溶性糖流出率（Rs）。

1.3.6.2 有机酸流出率

按1.3.5.6节方法测定黑果花楸粗提液中主要有机酸的质量浓度，根据进样体积计算进样黑果花楸粗提液中主要有机酸的总质量（ma1/mg）。收集进样和去离子水洗脱过程流出液，按1.3.5.6节方法测定其中有机酸的质量浓度，根据流出液体积计算流出液中有机酸质量（ma2/mg）。按公式（9）计算有机酸流出率（Ra）。

1.3.7 大孔树脂结构表征

1.3.7.1 扫描电子显微镜观察

收集不同处理组吸附后的大孔树脂，在扫描电子显微镜专用镍铜合金板上粘贴适量样品，然后镀一层导电性的金膜（约15 nm），移入扫描电子显微镜下进行观察。

1.3.7.2 树脂粒径和内部结构分析

收集不同处理组吸附后的大孔树脂，采用Mastersizer 300激光粒度仪分析粒径；采用BELSORP小型氮气吸附仪测定比表面积、总孔容以及平均孔径，测定方法为Brunaueremmet-Teller（BET）法[32]。

1.4 数据统计与分析

所有实验重复3 次，实验结果以平均值±标准差表示，使用SPSS 25.0软件进行显著性分析，运用最小显著差异法进行两两比较，以P＜0.05表示差异显著，采用Origin 2021软件作图。

2 结果与分析

2.1 超声对大孔树脂固定床吸附黑果花楸花色苷的影响

2.1.1 固定床吸附流穿曲线

如图2A所示，无超声处理条件下，花色苷的吸附流穿曲线呈典型斜“S”型[33]，超声作用后流穿曲线形状在吸附初始阶段发生改变，同时，在同一柱床高度下，超声处理组的吸附流穿曲线位于未超声组上方，表明超声明显改变了固定床中的吸附传质行为，促进了柱床内花色苷的溶出，降低了固定床的吸附量。同时，相同超声强度下，柱床高度为4.5 cm时的花色苷流穿曲线均位于柱床高度2.5 cm组的下方，这是由于柱床高度增加后，柱床内吸附活性位点数量增加，且轴向移动路径增长。

图2 不同条件下的黑果花楸花色苷吸附流穿曲线（A）、吸附动力学曲线（B）及吸附率变化曲线（C）Fig. 2 Breakthrough curves (A), adsorption kinetic curves (B) and adsorption rate curves (C) of total anthocyanins from A. melanocarpa under different treatments

当流出液中花色苷质量浓度为进样初始质量浓度的1/10时（ρA,t/ρA,0＝0.1）定义为吸附“突破”[25]，当流出液中花色苷质量浓度为进样初始质量浓度的9/10（ρA,t/ρA,0＝0.9）时定义为吸附“流穿”。由表1可知，超声可缩短固定床吸附突破时间（tb）和吸附流穿时间（ts），柱床高度为2.5 cm时，未超声组tb为57.5 min，8.44、18.76 W/cm2超声组的tb分别较未超声组缩短了55.3%和65.8%，表明超声加快了花色苷在固定床内的轴向运动速率，促使花色苷较早流出。

表1 不同条件下黑果花楸花色苷吸附流穿曲线的传质参数Table 1 Representative mass transfer parameters for breakthrough curves of total anthocyanins from A. melanocarpa under different treatments

由图2B可知，吸附前期，超声处理对大孔树脂固定床内花色苷的吸附量无明显影响，随着吸附的进行，超声降低了花色苷的吸附量，且超声强度越大、超声时间越长，吸附量下降越明显，与图2A结果相对应。同时，由表1可知，超声明显减小了固定床突破吸附量（qtb），柱床高度为2.5 cm时，未超声组的qtb为11.0 mg/g，8.44、18.76 W/cm2超声组的qtb较未超声组分别减少了56.3%和66.5%。

如图2C所示，当柱床处于吸附“突破”状态时，2.5 cm和4.5 cm柱床内花色苷突破吸附率（Atb）分别为95.0%～97.2%和96.1%～97.3%，超声均未明显影响花色苷的吸附率。当柱床处于吸附“流穿”状态时，超声略微降低了柱床内花色苷流穿吸附率（Ats），柱床高度为2.5 cm时，未超声及8.44、18.76 W/cm2超声作用下的Ats分别为51.1%、44.6%和44.3%。

综上，花色苷在固定床吸附过程中的传质行为主要分为向树脂颗粒内部的扩散运动和在树脂颗粒间的低速层流运动[25]，由于超声对前者的促进作用弱于后者，导致花色苷吸附量发生一定程度的降低，但是花色苷吸附率在tb前无明显变化。因此，建议在固定床达到吸附“突破”状态之前采用超声强化吸附，以缩短吸附时间。此外，超声对固定床内流体在树脂颗粒间运动的促进作用，可促进有机酸和可溶性糖等物质与花色苷分离，提高花色苷与杂质的分离度。

2.1.2 超声辅助吸附过程中花色苷类及非花色苷单体酚类物质吸附量和吸收率的变化

通过质谱鉴定结果可知，黑果花楸粗提液中花色苷类多酚主要为矢车菊素-3-O-半乳糖苷及矢车菊素-3-O-阿拉伯糖苷，非花色苷单体酚类物质主要为原花青素B2、芦丁、绿原酸、高香草酸、对羟基苯甲酸和原儿茶酸等，相关质谱信息见附表1，本研究结果与Zhu Rui[34]和Zhang Yiwen[35]等报道的黑果花楸多酚组成结果相似。

由图3、4可知，大孔树脂固定床可有效吸附黑果花楸粗提液中的单体酚类物质，其中，未超声条件下，经4.5 cm柱床吸附270 min后，矢车菊素-3-O-半乳糖苷、矢车菊素-3-O-阿拉伯糖苷的吸附量分别达到16.7 mg/g和15.5 mg/g，吸附率分别为80.6%和91.7%，原花青素B2和绿原酸两种非花色苷单体酚类物质的吸附量分别达到103.2 mg/g和23.3 mg/g，吸附率分别为85.2%和93.0%。

图3 不同吸附条件下黑果花楸粗提液中单体花色苷类和非花色苷单体酚类物质吸附量的变化Fig. 3 Changes in the amounts of adsorbed individual anthocyaninic and non-anthocyaninic phenolics from the crude extract of A. melanocarpa under different adsorption conditions

如图3、4所示，与超声对总花色苷吸附量和吸附率的影响相似，超声在缩短吸附时间的同时降低了单体酚类物质在柱床内的吸附量和吸附率。相较于未超声组，超声场处理下各单体酚类物质吸附量和吸附率下降范围分别为0～19.3%和0～19.8%，表明超声作用对固定床分离单体酚类物质的影响较为可控。但是，在不同柱床高度和吸附时间下，超声对固定床吸附单体酚类物质的影响有所差异。其中，2.5 cm柱床内超声处理组矢车菊素-3-O-半乳糖苷、矢车菊素-3-O-阿拉伯糖苷、原花青素B2、绿原酸和高香草酸的吸附量和吸附率均低于同一时间下的未超声组，且随着吸附时间的延长，超声对吸附效果的影响有所增大，例如2.5 cm柱床内，18.76 W/cm2超声处理30 min和270 min时，相较于未超声组，矢车菊素3-O-阿拉伯糖苷的吸附率分别下降了6.61%和16.49%。而在柱床高度为4.5 cm时，相较于未超声组，吸附0～60 min内超声对6 种单体酚类物质的吸附量和吸附率均无明显影响，这可能是因为较大的柱床体积“稀释”了超声能量，缓解了超声对单体酚类物质的加速流出作用。在两种柱床高度下，相较于未超声组，超声处理均未明显影响芦丁的吸附量和吸附率，推测原因是黑果花楸粗提液中芦丁含量较低，可被固定床充分吸附，减少了其在树脂颗粒间的流动。

2.2 超声对大孔树脂固定床解吸附黑果花楸花色苷的影响

2.2.1 黑果花楸粗提液中有机酸和可溶性糖的分离度分析

为了更好地研究超声对花色苷解吸附的影响，进样后采用去离子水冲洗柱床去除黑果花楸粗提液中的有机酸和可溶性糖，洗脱过程中上述两种物质的分离度如图5所示。与文献[36]的结果相似，大孔树脂几乎不吸附有机酸和可溶性糖。去离子水洗脱3 个柱床体积后，草酸、酒石酸、奎宁酸、苹果酸、柠檬酸等有机酸和可溶性糖的去除率均达到90%以上，继续洗脱至4 个柱床体积，有机酸和可溶性糖的流出量接近0 μg，此柱床状态用于后续花色苷解吸附的研究。

图5 黑果花楸粗提液进样和洗脱过程中有机酸（A）和可溶性糖（B）的流出量及流出率Fig. 5 Efflux amounts and efflux rates of organic acids (A) and soluble sugars (B) during the loading of the crude extract of A. melanocarpa and fixed bed washing

结合2.1.1节的研究结果，超声可以促进固定床内流体在树脂颗粒间的流动，可考虑将其应用于去离子水洗脱有机酸和可溶性糖的过程中，以促进杂质流出，但超声对多酚粗提液中杂质的去除效率需进一步验证。

2.2.2 固定床动态解吸附曲线

由图6可知，超声对不同极性溶液洗脱过程的影响不一。95%（体积分数，下同）乙醇溶液洗脱时，花色苷洗脱峰峰形窄且高，随着洗脱液极性的增加，洗脱峰高度降低且拖尾加重，表明洗脱液极性的增加会导致花色苷洗脱效率降低。这是因为XAD-7HP大孔树脂为弱极性树脂，随着洗脱液极性的增大，洗脱液与树脂之间极性差增大，导致花色苷解吸附效果降低[37]。此外，对比超声处理结果发现，60%和95%乙醇溶液洗脱时，超声对花色苷的溶出时间无明显影响，流出液中花色苷质量浓度均在接近的时间范围内达到最高，且不同超声强度下花色苷的解吸附量差异较小。但是，25%乙醇溶液洗脱时，超声处理提高了解吸附流出液中花色苷的质量浓度和解吸附量，解吸附15 min时，18.76 W/cm2超声处理组流出液中花色苷质量浓度达到180.6 mg/L，未超声组流出液中花色苷质量浓度为165.0 mg/L；解吸附48 min时，0、8.44、18.76 W/cm2超声处理下花色苷解吸附量分别为10.3、10.7、11.6 mg。18.76 W/cm2超声作用下花色苷解吸附量提高了12.6%。

图6 不同超声处理下黑果花楸花色苷动态解吸附曲线及对应解吸附量Fig. 6 Desorption kinetic curves of total anthocyanins from A. melanocarpa under different ultrasonic treatments

解吸附过程中的传质行为包括花色苷从树脂颗粒内向外扩散和随洗脱液在树脂颗粒间的低速层流运动[25]。洗脱液极性较小时花色苷可轻易从树脂颗粒内溶出[24]，因此，60%和95%乙醇溶液洗脱时，超声对花色苷解吸附传质过程无明显影响。25%乙醇溶液洗脱时，花色苷与树脂之间的非共价结合较难被洗脱液破坏，而超声可促进非共价键的解离[21]，因此，此条件下超声可促使花色苷由树脂内向外转移到洗脱液中，并促进花色苷在树脂颗粒间隙向下流动，进而提高花色苷解吸附量。

2.2.3 洗脱液极性、超声强度对解吸附效果的影响

进一步分析解吸附结束时解吸附时间及对应流出液中总花色苷和总酚的解吸附率和纯度（表2），解吸附终点设置为流出液中花色苷质量浓度不超过2 mg/L。由表2可知，25%乙醇溶液洗脱时，解吸附时间为114～134 min，此时总花色苷和总酚的解吸率分别为87%和54%左右，纯度分别为49%和65%左右；95%乙醇溶液洗脱时，解吸附时间为43.7～47.0 min，此时总花色苷和总酚的解吸率分别为97%和93%左右，纯度分别为26%和74%左右。以上结果表明，减小洗脱液极性可有效缩短解吸附时间并显著提高解吸附率，且其对非花色苷单体酚类物质的解吸附促进作用更显著。这可能是由于花色苷基本结构中包含大量的极性羟基[38]，其在较高极性洗脱液中的解吸附效果优于其他酚类物质。此外，25%乙醇溶液洗脱时，增加超声强度可缩短解吸附所需时间，同时可小幅提升花色苷和总酚的解吸附率和纯度。例如，18.76 W/cm2超声可使25%乙醇溶液洗脱时解吸附多酚的时间缩短14.9%，而总花色苷和总酚解吸附率分别提高2.6%和4%。综上，结合本研究中花色苷和多酚纯度测定结果，如果纯化目的为回收花色苷，建议采用高极性的洗脱液，并考虑使用超声强化固定床解吸附；如果纯化目的为回收非花色苷单体酚类物质，则建议采用低极性的洗脱液。

表2 不同处理条件下的解吸附时间及对应的总花色苷和总酚解吸附率及纯度Table 2 Desorption times, desorption rates and purities of total anthocyanins and total phenols under different desorption conditions

本研究中，除18.76 W/cm2超声辅助60%和95%乙醇溶液解吸附花色苷的两组外，其余处理组花色苷纯度均大于25%，达到了花色苷作为食品添加剂使用的标准[21]。其中，纯化后所得花色苷纯度最高为（48.8±1.2）%。经测定，本研究所使用黑果花楸粗提液中总酚纯度为（8.9±0.2）%，而纯化后所得总酚纯度最高为（78.7±0.3）%，总酚纯度提高了7.8 倍，且高于同类研究结果，如李斌等[37]使用XAD-7大孔树脂固定床纯化所得黑果花楸多酚纯度为64.4%。

2.2.4 超声辅助解吸附过程中流出液花色苷类和非花色苷单体酚类物质质量浓度的变化

如图7所示，各处理组流出液中均为原花青素B2的质量浓度最高，矢车菊素-3-O-半乳糖苷次之，芦丁质量浓度最低。与图6结果相似，无论超声与否，95%和60%乙醇溶液洗脱时各单体酚类物质的洗脱峰均显著高于25%乙醇溶液。此外，不同极性溶液洗脱时，超声对单体花色苷和非花色苷单体酚类物质解吸附的影响不同：95%乙醇溶液洗脱时，超声弱化了各单体酚类物质的解吸附，洗脱10 min时，0、8.44、18.76 W/cm2超声处理组流出液中原花青素B2的质量浓度分别为895.6、831.8、785.5 mg/L；而25%乙醇溶液洗脱时，超声强化了各单体酚类物质的解吸附，洗脱15 min时，0、8.44、18.76 W/cm2超声处理组流出液中原花青素B2的质量浓度分别为278.8、282.5、289.6 mg/L，与2.2.2节中超声作用对固定床解吸附总酚的影响相印证。

由图7可知，不同解吸附条件下，流出液中各单体酚类物质质量浓度随时间变化趋势类似，且出峰时间接近，表明超声耦合大孔树脂固定床解吸附过程中各单体酚类物质的溶出规律基本一致，超声作用不会造成所纯化有效成分的缺失，但未能选择性分离不同多酚家族类物质。为了进一步精准分离不同酚类物质，后续可选择与不同多酚具有特异性结合/解离能力的填料开展分离研究。

2.3 超声辅助吸附过程对大孔树脂特性的影响

2.3.1 表面形态

收集吸附结束后的大孔树脂，分析树脂表面形态。由图8A、B可知，超声和未超声处理的树脂颗粒均呈球形，表明18.76 W/cm2超声强度没有明显改变树脂的几何结构，但是超声处理后的树脂表面粗糙度增加（图8C～F）。Wu Yue等[21]的研究表明，在三角瓶中采用超声强化树脂吸附花色苷，树脂表面遭到超声破坏，增加了树脂的吸附表面积，并导致树脂表面有更多的氢键暴露，增强了树脂与花色苷间的非共价结合，因此增加了开放体系下大孔树脂对花色苷的吸附量。本研究中超声虽然破坏了树脂表面形态，但是未提高花色苷吸附量，可能是因为固定床与三角瓶内大孔树脂吸附传质行为存在差异，后续需进一步研究固定床系统内超声强化吸附和解吸附的传质机理，从而为该技术的应用提供理论依据。

图8 4.5 cm固定床内树脂在不超声和18.76 W/cm2超声处理下的扫描电子显微镜图像Fig. 8 Scanning electron microscopic (SEM) images of resins in the 4.5 cm-high fixed bed with and without 18.76 W/cm2 ultrasonic treatment

2.3.2 树脂粒径和内部结构

如图9所示，值得注意的是，超声处理下有少量树脂碎片随洗脱液一起流出，这证实了超声对树脂的破坏作用，与图8的结果相印证。吸附过程中超声未明显改变柱床内的树脂粒径，各组树脂平均粒径均在654～685 μm之间，间接证明所用超声强度下树脂维持了原有的几何结构。同时，随着超声强度的增加，流出的树脂碎片粒径分布范围增大，超声破坏作用明显增强。此外，由于流出的树脂碎片也吸附有花色苷，可能导致固定床吸附能力下降，但总体上流出的树脂碎片较少。如表3所示，超声处理下柱床内的大孔树脂比表面积、总孔容、平均孔径均无显著变化，表明树脂内部结构未发生变化，与Tao Yang等[39]报道的结果一致。相较于柱床内的树脂，流出的树脂碎片比表面积和总孔容显著减小，平均孔径显著增大。如何避免树脂碎片的流出也是后续研究中需要解决的问题。

表3 不同处理条件下大孔树脂比表面积、总孔容、平均孔径Table 3 Specific surface area, total pore volume and average pore sizeof macroporous resin under different treatments

图9 大孔树脂固定床吸附结束后柱床内（A）和流出液（B）中树脂粒径分布Fig. 9 Resin particle size distribution in fixed bed (A) and eluate (B)after adsorption on macroporous resin fixed bed

3 结 论

通过研究超声辅助大孔树脂固定床吸附、解吸附黑果花楸花色苷和非花色苷单体酚类物质的传质特性，发现XAD-7HP大孔树脂固定床可有效去除黑果花楸粗提液中的有机酸和可溶性糖，纯化后花色苷纯度最高为48.8%，多酚纯度最高为78.7%，但超声和未超声处理组各单体酚类物质吸附/解吸附传质性质接近，超声耦合固定床系统未实现酚类物质间的特异性分离；本研究条件下，超声处理加速了花色苷在柱床树脂间的层流运动，但是对花色苷与树脂的吸附/解吸附影响有限；超声处理可以明显缩短吸附过程所需时间，柱床高度为2.5 cm时，18.76 W/cm2超声作用下花色苷吸附突破时间缩短了65.8%，而突破吸附率未发生明显改变；使用25%乙醇溶液解吸附花色苷时，超声处理提高了花色苷的解吸附效率，18.76 W/cm2超声作用下花色苷解吸附量较未超声组提高12.6%；超声破坏了树脂表面结构，增加了其粗糙度，但未明显改变树脂内部结构和粒径。综上，超声可改变固定床吸附/解吸附的传质特性，可在提高分离效率和分离度、减少溶剂消耗方面发挥作用，后续需进一步结合传质仿真研究传质机理，并针对不同食品组分的分离开展研究。