毛木耳子实体对Ni(II)生物吸附的优化研究

杨伟明,黄海伟,郑舒冉,王文峰,曹理想,张仁铎* (.中山大学环境科学与工程学院,广东省环境污染控制与修复技术重点实验室,广东 广州 5075；.中山大学生命科学学院,广东 广州 5075)

Ni(Ⅱ)是工业废水中常见的重金属离子,对生物体具有较强的毒害效应[1].与传统的物理、化学处理方法相比,生物吸附法成本低廉、吸附剂来源广泛,更适合处理含低浓度(＜100mg/L)重金属的废水[2].目前以微生物为吸附剂去除重金属的研究较多,而以大型真菌子实体作为吸附剂的研究则较少.大型真菌子实体是以产孢构造存在的一类经济型高等真菌,其细胞中含有大量的多糖和蛋白质,而多糖和蛋白质中含有胺基、羧基、羟基等各种功能团,这些功能团可与重金属结合而起到去除重金属的作用,且细胞壁有更高的重金属生物吸附能力[3-4],因此,大型真菌子实体具有成为生物吸附剂的潜力.

利用生物体去除水中Ni(Ⅱ)的研究已有一些报道, Axtell等[5]进行了浮萍(Lemna minor)对Ni(Ⅱ)的吸附研究,结果显示 Ni(Ⅱ)的最大去除率达到82%.Tahir等[6]利用芽孢杆菌(Bacillus sp.)对Ni(Ⅱ)的最大吸附量达到118mg/g,最大去除率达到97%.与应用真菌菌丝体进行生物吸附相比,利用大型真菌子实体进行生物吸附不会因其

生长状态及物质组成的不同而影响吸附效果[7],这表明利用大型真菌子实体作为重金属生物吸附剂具有更广泛的应用前景.我国大型真菌种类众多,如木耳目中毛木耳(Auricularia polytricha),种植广泛,来源丰富,但其对 Ni(Ⅱ)的吸附研究未见报道.

本研究探讨不同吸附条件对毛木耳子实体吸附水体中Ni(Ⅱ)的影响,并利用响应曲面法(RSM)优化其吸附条件,以期为进一步深入研究大型真菌吸附重金属提供理论参考.

1 材料与方法

1.1 生物吸附剂的制备

新鲜毛木耳子实体用自来水冲洗至无杂质,再用去离子水冲洗3次,置于烘箱中60℃烘干至恒重.烘干后样品置于粉碎机中破碎过筛,取 0.47～0.90mm 粒径的样品,保存于聚乙烯袋中待用.

1.2 Ni(Ⅱ)溶液的配制

本实验中用到的试剂均为分析纯,实验用水为去离子水.用 Ni(NO3)2•6H2O 制备含 Ni(Ⅱ)浓度为1000mg/L的储备液.为防Ni(Ⅱ)离子形成络合物,所用金属盐为硝酸盐[8].

不同起始pH 值(详见1.3)的Ni(Ⅱ)溶液用0.1mol/L的HNO3/NaOH调节,用pH计(Mettler Toledo,FE 20, Swiss)测定,吸附前后的Ni(Ⅱ)溶液浓度用火焰原子吸收仪(FAAS,HITACHI Z-5000,Japan)测定.

1.3 吸附实验

利用中心组合设计方法(CCD)设计吸附实验.CCD是响应曲面分析法(RSM)的一种,可在尽可能少的实验次数情况下对吸附过程条件进行最优化[9].本研究在毛木耳子实体吸附 Ni(Ⅱ)过程中,应用CCD对起始pH值、固液比、重金属初始浓度3个主要吸附影响因素进行设计优化,此时k=3,取中心点重复的实验次数n0=6,则实验总数N=20,轴点的实验次数为6.对于k个因子数的中心组合设计中,轴点的编码值α=2k/4,本研究中α=1.68.

首先利用式(1)对吸附影响因素变量进行编码[10-11]:

式中: xi为第i个吸附影响因素的无量纲编码值;Xi为第i个吸附影响因素的实际值; X0为Xi在中心点的实际值; ΔX为各个因素中高水平实际值与中心水平实际值之差. X1、X2、X3分别代表 3个吸附影响因素的实际值,即起始pH值、固液比(g/L)、Ni(Ⅱ)初始浓度(mg/L).

吸附影响因素变量利用经验二阶多项式模型来进行拟合, 以用于描述各影响因素对吸附过程的影响:

式中: Y为吸附率的响应值; β0、βi、βii分别为偏移项、线性偏移和二阶偏移系数; βij是交互效应系数: xi与xj是各因素水平编码值, ε为随机误差.

本研究中吸附影响因素取值范围参考Amini等[12]的研究,各因素的5水平编码值分别为-1.68, -1.00,0.00,1.00,1.68;对应的实际值: 起始pH值为1.48,2.50,4.00,5.50,6.52;固液比为0.1,1.6,3.8,6.0,7.5g/L;Ni(Ⅱ)初始浓度为1.5,24.0,57.0,90.0,112.5mg/L.吸附影响因素水平编码值及其实际值如表1所示.

表1 实验中吸附影响因素水平编码值及其实际值Table 1 Experimental conditions and levels of the independent variables

根据CCD法设计的参数进行批量吸附实验,溶液起始pH值用0.1mol/L HNO3和0.1mol/L NaOH调节,溶液起始pH值分别设为1.48,2.50,4.00,5.50,6.52,分别秤取质量为0.0025,0.0950,0.0400,0.1500,0.1875g的毛木耳子实体,放入含25mL不同浓度的Ni(Ⅱ)溶液的三角锥瓶中,具体实验参数见表2,用恒温振荡器在150r/min,25 ℃的条件下振荡,振荡时间为120min,振荡后溶液用定量滤纸(双圈202,杭州新华纸业有限公司)过滤,吸附前后溶液中Ni(Ⅱ)浓度用FAAS测定.

1.4 吸附率的计算

毛木耳子实体对 Ni(Ⅱ)的吸附率用式(3)计算.

式中: η是吸附剂对水溶液中重金属离子的吸附率; ci是溶液中Ni(Ⅱ)的初始浓度, mg/L; ce是反应后溶液中Ni(Ⅱ)浓度, mg/L.

1.5 数据分析

每个实验重复3次,数据用3次重复的平均值和标准偏差表示.数据处理使用 Excel2008,制图使用Orgrin8.0软件, CCD法设计优化利用Design Expert 7.0.0实现.

2 结果与分析

2.1 用CCD法设计实验及结果

由表2可以看出, 毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)的最大吸附率实测值为100%,此时Ni(Ⅱ)起始浓度为1.5mg/L.利用Design Expert进行曲面方差分析,结果得到以吸附率为响应值建立的二阶多项式模型表达式为:

YNi=+ 43.33 + 12.89x1+ 17.83x2–16.27x3–2.11 x1x2–4.39x1x3–3.52x2x3–7.37x12–4.10x22+ 6.62x32(4)式中:YNi为Ni(Ⅱ)吸附率的响应值; x1、x2、x3分别表示起始pH值、固液比(g/L)、重金属初始浓度(mg/L)的无量纲编码值.利用Design-Expert软件进行计算,得到毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)模型的R2值为0.9771,说明模型很好地拟合了吸附行为.

表2 CCD方法设计实验及其结果Table2 Experimental design and results based on central composite design (CCD)

通过模型方差分析可以得到系数估计、标准误差、F值、P值来检验3种影响因素是否对吸附过程具有统计意义.由表3可看出,在毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)过程中, 模型x1、x2、x3的P值均＜0.0001,说明模型中起始pH值、固液比、Ni(Ⅱ)初始浓度均为对吸附率有显著影响的因素;而吸附 Ni(Ⅱ)中x1、x2、x3的F 值 分 别 为62.88,120.34,100.22,说明考察的3种吸附影响因素均具有统计学意义.在交互项中,毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)的x1x2、x1x3、x2x3的P值分别为0.3486,0.0725, 0.1358,说明3个吸附因素之间的交互作用不明显.

若不考虑交互项, 得到的简化模型表达式为:

式中:YNi´为Ni(Ⅱ)吸附率的简化模型的响应值,此时毛木耳子实体吸附 Ni(Ⅱ)模型的R2值分别为0.9542.

表3 模型方差分析结果Table 3 ANOVA results for model terms

2.2 吸附因素对吸附的影响

pH值在水溶液中强烈影响吸附剂表面特征以及重金属离子在水溶液中的存在形式和电离度[13].Pagnanelli等[14]研究发现不同的pH值条件下,吸附反应的吸附机制有所不同,对每种特定的金属-生物吸附体系都有一个最适起始pH值,一般在pH4～8之间,在其他条件相同的情况下,在最适起始pH值条件下的吸附效率最好.在一定pH值范围内,吸附率随起始pH值的升高而增大,但金属吸附率与pH值之间并不成简单的线性关系[15].Can等[10]发现当水溶液中pH＞6.5时,即出现 Ni(Ⅱ)的沉淀,干扰并难以辨别生物吸附过程,故本研究选取pH范围最高到6.52.图1中响应面图显示,在毛木耳子实体对 Ni(Ⅱ)的吸附过程中,吸附率均随着pH值的升高而增大; 在低起始pH 值条件下,对 Ni(Ⅱ)的吸附效果较差,随着起始pH值的升高,吸附效果逐渐提高;当pH值超过最佳值时,吸附率逐渐降低,主要与生物体细胞表面电离性质发生变化有关,如生物体表面发生重金属微沉淀现象[14,16].

在低起始pH值下,水中存在的大量氢离子与重金属离子竞争大型真菌子实体上的吸附点位,因而重金属离子吸附率很低.当溶液pH值升高后,生物吸附剂表面逐渐呈现负电性,生物体表面活性基团与水溶液中重金属离子之间的静电力作用大于其与氢离子的结合力,因此极大地促进了生物体对水中重金属离子吸附.生物体表面电性为零时的pH值称为称为等电位点[17],溶液pH值低于这一点时,生物体表面带正电,而pH值高于这一点时,生物体表面带负电.生物体表面带负电荷时有利于生物体吸附水中重金属离子,带正电荷则不利于这一过程的进行.Akar等[18-19]利用不同真菌吸附 Cd(Ⅱ)、Cu(Ⅱ)、Pb(Ⅱ),发现尽管真菌类型不同,但吸附 Cd(Ⅱ)、Cu(Ⅱ)、Pb(Ⅱ)的最适pH值均在5～7之间.通过比较毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)的起始pH值,发现其最佳起始pH值在 5～6的范围中,与其他研究得到的结论相一致[1,12,20-21].可见,生物体吸附的最佳起始pH值很大程度上决定于重金属的种类,对同一种重金属离子,尽管吸附的生物体不同,但最适起始pH值均处于一个范围之内.而水溶液中pH在1～6.8范围内 Ni(Ⅱ)以Ni2+离子的形态存在,不发生形态上的变化[22].

固液比在很大程度上决定吸附过程达到平衡的效果[2].图 1显示固液比明显的影响菌体吸附重金属的吸附率(P值＜0.0001),随着固液比的增大,毛木耳子实体对 Ni(Ⅱ)的吸附率均逐渐提高.固液比的增加可以提供更多的生物吸附点位,此时菌体与重金属的接触面积也增大,所以吸附率不断增加.当吸附率增大到一定程度时,重金属吸附率不会随吸附剂用量的增加而发生很大变化,这是因为在高固液比的情况下,菌体之间发生局部聚集导致活性点位不变或降低,从而使得吸附率不再增加,Ghorbani等[23]利用酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)吸附水溶液中的Cd(Ⅱ)发现,随着固液比的增加,虽然可用于生物吸附的点位也不断增加,但吸附剂出现聚集现象,导致吸附点位之间的相互干扰,使溶液中的重金属离子难以被吸附点位吸附.

图1 在各因素影响下吸附率的响应曲面图Fig.1 Response surface for the mutual effect of pH, biomass dose, and heavy metal concentration on the removal efficiency of heavy metal ions

Fereidouni等[20]在利用微生物体吸附Ni(Ⅱ)的研究中发现,过高的固液比的反而会降低生物体吸附重金属的能力,但是在适当的固液比下,生物体中有较多的不饱和表面结合位点,吸附率随着固液比的增加而升高;重金属初始浓度/固液比的比率(mg/g)是指单位质量吸附剂对应水中的重金属离子量,Wang等[24]发现,重金属初始浓度/固液比的比率很大程度上影响吸附重金属的效率,这证实了本研究中吸附率随 Ni(Ⅱ)初始浓度升高而降低,固液比的升高而升高的现象,而在相同pH 值条件下,Ni(Ⅱ)初始浓度/固液比的比率与重金属吸附率负相关(表4).

表4 Ni(Ⅱ)初始浓度/固液比的比率与吸附率的关系Table 4 The relationship between adsorption rate and the ratio of initial concentration/biomass dose

当重金属初始浓度为1.5mg/L时,毛木耳子实体对Ni(Ⅱ)的吸附率达到100%,为吸附率的最大值,说明在低重金属浓度下,毛木耳子实体的吸附效果很好;随着重金属初始浓度的增加,吸附率也逐渐降低.

2.3 吸附过程优化

通过Design-Expert软件计算可以得到毛木耳子实体吸附 Ni(Ⅱ)的设计范围内最佳条件为:pH5.41,固液比为6.00g/L,初始浓度为24.0mg/L.在最佳优化条件下进行吸附实验,得出毛木耳子实体对Ni(Ⅱ)的吸附率实测值达到87.12%,与预测响应值(91.27%)相差约4%较相符,证明该模型预测结果符合实际吸附过程.

利用微生物体作为吸附剂来吸附 Ni(Ⅱ)的相关研究已得到广泛关注,如花斑曲霉(Aspergillus versicolor)[25]、黑曲霉(Aspergillus niger)[26]、芽孢杆菌(Bacillus species)[6]、酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)[20]、微囊藻(Microcystis)[27]等微生物体被用于研究吸附Ni(Ⅱ)的能力(表5).生物体对 Ni(Ⅱ)的吸附能力与生物的结构特性、功能基团、溶液的起始pH值以及固液比有关,与其他利用生物吸附剂吸附Ni(Ⅱ)的研究相比,本研究中利用毛木耳子实体对 Ni(Ⅱ)的进行吸附,效果相当或者更好.而相对其他生物体来说,毛木耳子实体具有来源广泛、储存方便等优点.由此可见,利用毛木耳子实体作为生物吸附剂处理水溶液中Ni(II)具有实际应用前景.

表5 毛木耳子实体与其他生物吸附剂对Ni(Ⅱ)吸附效果的比较Table 5 Comparison of biosorption capacity between fruiting bodies of A. polytricha and other biosorbents on Ni(Ⅱ)from aqueous solution

3 结论

3.1 利用 CCD中心组合法进行批量实验得出,毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)的过程中,起始pH值、固液比和Ni(Ⅱ)初始浓度对吸附过程均有显著影响(P＜0.0001);3个因素在设计范围内时,吸附率与起始pH值、固液比正相关,与Ni(Ⅱ)初始浓度负相关;起始pH值、固液比和Ni(Ⅱ)初始浓度的交互作用并不明显.

3.2 通过响应面优化,得到在设计范围内毛木耳子实体吸附Ni(Ⅱ)的最佳条件为: pH5.41,固液比为6.00g/L,初始浓度为24.0mg/L;在最佳优化条件下进行吸附实验,得出毛木耳子实体对Ni(Ⅱ)的吸附率达到87.12%.

3.3 通过与其他生物吸附剂吸附 Ni(Ⅱ)的比较发现,利用毛木耳子实体作为生物吸附剂处理水溶液中Ni(II)效果相当或者更好.

[1]Heidari A, Younesi H, Mehraban Z. Removal of Ni(II), Cd(II),and Pb(II) from a ternary aqueous solution by amino functionalized mesoporous and nano mesoporous silica [J].Chemical Engineering Journal, 2009,153(1-3):70-79.

[2]Bhatti H N, Khalid R, Hanif M A. Dynamic biosorption of Zn(II)and Cu(II) using pretreated Rosa gruss an teplitz (red rose)distillation sludge [J]. Chemical Engineering Journal, 2009,148(2-3):434-443.

[3]Sari A, Tuzen M. Kinetic and equilibrium studies of biosorption of Pb(II) and Cd(II) from aqueous solution by macrofungus(Amanita rubescens) biomass [J]. Journal of Hazardous Materials,2009,164(2-3):1004-1011.

[4]Kelly D, Budd K, Lefebvre D D. Mercury analysis of acid- and alkaline-reduced biological samples: Identification of meta-cinnabar as the major biotransformed compound in algae [J].Applied and Environmental Microbiology, 2006,72(1):361-367.

[5]Axtell N R, Sternberg S P K, Claussen K. Lead and nickel removal using Microspora and Lemna minor [J]. Bioresource Technology, 2003,89 (1):41-48.

[6]Tahir A, Shehzadi R, Mateen B, et al. Biosorption of nickel (II)from effluent of electroplating industry by immobilized cells of Bacillus species [J]. Engineering in Life Sciences, 2009,9(6):462-467.

[7]Das S K, Das A R, Guha A K. Structural and Nanomechanical Properties of Termitomyces clypeatus Cell Wall and Its Interaction with Chromium(VI) [J]. Journal of Physical Chemistry B,2009,113(5):1485-1492.

[8]Juang R S, Shao H J. A simplified equilibrium model for sorption of heavy metal ions from aqueous solutions on chitosan [J]. Water Research, 2002,36(12):2999-3008.

[9]Amini M, Younesi H, Bahramifar N. Statistical modeling and optimization of the cadmium biosorption process in an aqueous solution using Aspergillus niger [J]. Colloids and Surfaces A:Physicochemical and Engineering Aspects, 2009,337(1-3):67-73.

[10]Can M Y, Kaya Y, Algur O F. Response surface optimization of the removal of nickel from aqueous solution by cone biomass of Pinus sylvestris [J]. Bioresource Technology, 2006, 97 (14):1761-1765.

[11]Aksu Z, Gonen F. Binary biosorption of phenol and chromium(VI)onto immobilized activated sludge in a packed bed: Prediction of kinetic parameters and breakthrough curves [J]. Separation and Purification Technology, 2006,49 (3):205-216.

[12]Amini M, Younesi H, Bahramifar N. Biosorption of nickel(II)from aqueous solution by Aspergillus niger: Response surface methodology and isotherm study [J]. Chemosphere, 2009,75(11):1483-1491.

[13]Chen G Q, Zeng G M, Tu X, et al. Application of a by-product of Lentinus edodes to the bioremediation of chromate contaminated water [J]. Journal of Hazardous Materials, 2006,135(1-3):249-255.

[14]Pagnanelli F, Petrangeli Papini M, Trifoni M, et al. Biosorption of Metal Ions on Arthrobacter sp.: Biomass Characterization and Biosorption Modeling [J]. Environmental Science and Technology,2000,34(13):2773-2778.

[15]Galli E F D M, Rapana`P P Lorenzoni, Angelini R. Copper biosorption by Auricularia polytricha [J]. Letters in Applied Microbiology, 2003,37(2):133-137.

[16]Yan G, Viraraghavan T. Heavy metal removal in a biosorption column by immobilized M. rouxii biomass [J]. Bioresource Technology, 2001,78(3):243-249.

[17]King P, Rakesh N, Beenalahari S, et al. Removal of lead from aqueous solution using Syzygium cumini L.: Equilibrium and kinetic studies [J]. Journal of Hazardous Materials, 2007,142(1-2):340-347.

[18]Akar T, Tunali S. Biosorption performance of Botrytis cinerea fungal by-products for removal of Cd(II) and Cu(II) ions from aqueous solutions [J]. Minerals Engineering, 2005,18(11):1099-1109.

[19]Akar T, Tunali S, Kiran I. Botrytis cinerea as a new fungal biosorbent for removal of Pb(II) from aqueous solutions [J].Biochemical Engineering Journal, 2005,25(3):227-235.

[20]Fereidouni M, Daneshi A, Younesi H. Biosorption equilibria of binary Cd(II) and Ni(II) systems onto Saccharomyces cerevisiae and Ralstonia eutropha cells: Application of response surface methodology [J]. Journal of Hazardous Materials, 2009,168(2-3):1437-1448.

[21]Congeevaram S, Dhanarani, S., Park, J., et al. Biosorption of chromium and nickel by heavy metal resistant fungal and bacterial isolates [J]. Journal of Hazardous Materials, 2007,146:270-277.

[22]Akar T, Kaynak Z, Ulusoy S, et al. Enhanced biosorption of nickel(II) ions by silica-gel-immobilized waste biomass:Biosorption characteristics in batch and dynamic flow mode [J].Journal of Hazardous Materials, 2009,163(2-3):1134-1141.

[23]Ghorbani F, Younesi H, Ghasempouri S M, et al. Application of response surface methodology for optimization of cadmium biosorption in an aqueous solution by Saccharomyces cerevisiae[J]. Chemical Engineering Journal, 2008,145(2):267-275.

[24]Wang H L, Chen C. Biosorption of heavy metals by Saccharomyces cerevisiae: A review [J]. Biotechnology Advances,2006,24(5):427-451.

[25]Tastan B E, Ertugrul S, Donmez G. Effective bioremoval of reactive dye and heavy metals by Aspergillus versicolor [J].Bioresource Technology, 2010,101(3):870-876.

[26]Amini M, Younesi H. Biosorption of Cd(II), Ni(II) and Pb(II)from Aqueous Solution by Dried Biomass of Aspergillus niger:Application of Response Surface Methodology to the Optimization of Process Parameters [J]. Clean-Soil Air Water,2009,37(10):776-786.

[27]Pradhan S, Singh S, Rai L C. Characterization of various functional groups present in the capsule of Microcystis and study of their role in biosorption of Fe, Ni and Cr [J]. Bioresource Technology, 2007,98(3):595-601.