蓝氏贾第鞭毛虫检测技术研究进展

邓明俊，肖西志，孙 涛，孙 敏，郑小龙，王 群，张晓文，孙明君，朱来华

（山东出入境检验检疫局，山东青岛266002）

蓝氏贾第鞭毛虫（Giardia lamblia，简称贾第鞭毛虫）是一种重要的人兽共患寄生虫原虫，也是人体肠道感染的常见寄生虫病之一，常引起人的腹泻、腹痛和消化不良等症状。贾第鞭毛虫分布于世界各地，近十多年来，由于旅游事业的发展，在旅游者中发病率较高，故又称“旅游者腹泻”。起初，人类对贾第鞭毛虫的认识还不够深入，认为该虫只是一种共生性的肠道原虫。随着后来世界各地相继发生了贾第鞭毛虫病的暴发和流行，其危害性不断显现，人类才真正开始了对该寄生原虫的深入研究。据世界卫生组织（WHO）估计，全世界人群贾第鞭毛虫感染率为1%～30%，儿童感染率最高。因此，该寄生原虫已经被世界卫生组织列为危害人类身体健康重要寄生虫之一。为使大家能对蓝氏贾第鞭毛虫病以及相关检测技术有一个全面的认识和了解，本文对近年来国内外蓝氏贾第鞭毛虫最新检测技术研究进展进行如下综述。

1 贾第鞭毛虫的生理特性

1.1 生活史

贾第鞭毛虫的生活史属人际传播型，整个过程中有滋养体和包囊两个不同的发育阶段。滋养体呈倒置梨形，两侧对称，背面隆起，腹面扁平。腹面前半部向内凹陷成吸盘状陷窝，贾第鞭毛虫借此吸附在宿主肠黏膜上。滋养体有4对鞭毛，依靠鞭毛的摆动，可随意运动。滋养体期以渗透方式从体表吸收营养物质。贾第鞭毛虫的包囊呈椭圆形，囊壁较厚。包囊经过碘液染色呈黄绿色，囊壁与虫体之间有明显的空隙，未成熟的包囊有2个核，成熟的包囊具4个核，多偏于一端。滋养体为营养繁殖阶段，而包囊为传播阶段。滋养体主要寄生于人和某些动物的十二指肠或上段小肠，偶尔寄生于胆道或胰管，以二分裂方式进行繁殖。包囊对外界环境的抵抗力较强，为传播阶段。

1.2 流行特征

贾第鞭毛虫的包囊对人具有高度的感染性，任何人群对贾第鞭毛虫均易感。据报道，人吞食10个具有活力的贾第鞭毛虫包囊即可感染此病，儿童、年老体弱者、免疫功能低下者、旅游者对本虫更易感。感染了贾第鞭毛虫的人及动物为贾第鞭毛虫病的主要传染源，动物保虫宿主要包括有牛、马、羊、猪、兔、如、猫、狗等。此外，很多野生动物（如狼、美洲驼、河狸等）也可通过粪便排出具有感染性的包囊。

贾第鞭毛虫有多种感染途径与传播方式，其中水源传播是传播本虫的重要途径。20世纪90年代，贾第鞭毛虫曾为美国7种经水源传播的原虫之首。另外，接触传播也是导致贾第鞭毛虫病流行或暴发的主要途径。学校、幼儿园人群聚集的地方，以及家庭成员之间，人与人之间的密切接触极其容易导致该虫在人群间传播而感染发病。此外，通过饮食了含有污染有贾第鞭毛虫包囊的食物或饮料，或是饮用了不干净的水都可感染贾第鞭毛虫病。

2 贾第鞭毛虫的流行因素

2.1 社会因素

贾第鞭毛虫的流行暴发在一定程度上与当地的经济及社会发展水平、人们的受教育程度、生活方式及卫生意识等有着积极密切的关系。在经济发展落后，居住条件和公共卫生条件差，老百姓卫生意识落后的地区，贾第鞭毛虫病的流行就相对较为普遍。在许多贫穷落后的山区或是农村地区，由于清洁供水系统不完善，饮水卫生条件差，该类地区经常暴发经饮水而传播贾第鞭毛虫病。此外，从贾第鞭毛虫非流行区进入流行区旅游的人、学校等集体生活的儿童或卫生习惯差的儿童，贾第鞭毛虫的感染率也相对较高。

2.2 自然因素

贾第鞭毛虫感染流行的自然因素主要包括气候条件（如气温、降水量、干湿度等）和经纬度、海拔高度等地理因素。这些自然因素可直接影响到贾第鞭毛虫包囊在外界的存活时间和感染活力，从而影响贾第鞭毛虫病的流行和暴发。研究表明，气温与贾第鞭毛虫感染率呈显著正相关关系。贾第鞭毛虫包囊对外界环境有较强的抵抗力，在水中和凉爽环境中可存活数天至1月之久，在经氯（0.5%）消毒的水中可存活2d～3d，在人活动物体外排出的粪便中包囊的感染活力可维持10d以上。贾第鞭毛虫包囊对低温有较强的耐受性，在4℃环境中可存活2个月以上，但在50℃以上高温或干燥环境下抵抗力较弱易死亡。因此，在冷湿的季节，贾第鞭毛虫包囊在外界存活时间较长，感染率也较高。此外，包囊在苍蝇的消化道中可存活24h，在蟑螂消化道内也可存活12d之久。由此，贾第鞭毛虫包囊也可能通过苍蝇、蟑螂这类节肢动物体机械性的传播方式间接传染人类。

3 贾第鞭毛虫病的危害

贾第鞭毛虫病为人体肠道感染的常见寄生虫病之一，常常引起腹泻、腹痛和消化不良。贾第鞭毛虫感染导致的病变多累及十二指肠及空肠上段，严重者胆囊、胆管，回肠末端、阑尾、结肠，膜管，肝管等均可受到侵袭。若严重感染得不到及时治疗，病程会持续很久，并可造成营养吸收不良和儿童发育迟缓。另外，贾第鞭毛虫常与艾滋病合并感染而危机生命。

贾第鞭毛虫病呈全球性分布，在热带和温带，甚至寒带地区都有流行或暴发。20世纪70年代和80年代，贾第鞭毛虫病的流行非常严重，该病不仅在发展中国家的流行，而且在美国、加拿大、英国、和澳大利亚等发达国也有暴发和流行。在我国贾第鞭毛虫也呈全国性分布态势，北起黑龙江省南至海南岛，西从西藏东到东南沿海，均有本病的存在和区域性的流行。

4 贾第鞭毛虫检测技术

4.1 病原学检测

病原学检测贾第鞭毛虫是贾第鞭毛虫病确诊的最直接的依据。生理盐水直接涂片法、碘液包囊染色法、十二指肠引流液检查法等都是通过涂片镜检贾第鞭毛虫滋养体或包囊的最常用、最直接的确诊方法。采集新鲜粪便做生理盐水涂片或染色涂片后镜检，如果看到滋养体或包囊的存在，就可确诊。但是因贾第鞭毛虫滋养体对外界环境的抵抗力弱，在排出体外后数小时即死亡，为保持滋养体的活力，送检的标样必须要求保温储藏和运送。利用漂浮法检测粪便样品中的寄生虫是目前临床上使用广泛，操作简单、耗时短、较经济的检测技术。Claerebout E等［1］利用饱和蔗糖漂浮法富集贾第鞭毛虫包囊，成功对犬粪便样本进行贾第鞭毛虫检测。但是该方法最大缺点是敏感性低，漏检率高。因此，要想提高贾第鞭毛虫的检出率，对使用该方法的操作者提出了更高的要求，整个操作过程必须需要专业水平高，临床经验丰富的技术人员操作。除此之外，不断优化贾第鞭毛虫的浓缩、分离和染色方法和程序，采用适当的化学染色试剂和物理的机械振荡方式，以及先进的仪器设备可有效提高包囊的回收率和检出率。

4.2 免疫学检测

免疫学检测方法由于其特异性好、敏感性强，操作简单，易于推广使用的有点，在医学领域、生物领域有着不可替代的应用前景，将免疫学方法成功应用到对贾第鞭毛虫的检测，开辟了贾第鞭毛虫检测的新途径，并展现出良好的应用和发展前景。

在免疫学检测中技术当中，ELISA酶标检测技术应用最普遍、适用范围最广。它具有特异性强、敏感性高、稳定性好、重复性佳、高通量、耗时短、成本低等众多优势。以蓝氏贾第鞭毛虫包囊为抗原，以新鲜采集的粪便样本为检测对象，借助酶标抗体，通过酶促显色的放大作用，可有效检测出多种样本中微量的贾第鞭毛虫包囊。Selim S等［2］对90份患者粪样采用ELISA方法检测贾第鞭毛虫，其中46份（51.1%）检出为阳性，灵敏度为97.3% ，特异度为82.6%。目前，国内外均已有商业化的ELISA试剂盒广泛用于对粪便等样本中贾第鞭毛虫的有效检测。

免疫荧光技术（immunofluorescent technique，IFT）也是目前国内外学者检测贾第鞭毛虫常用的方法之一。由于该法敏感性高、特异性强和重复性好的优点，因而在贾第鞭毛虫的检测中应用非常广泛。Geurden T等［3］曾用直接免疫荧光法对犬的粪便样本进行贾第鞭毛虫检测，检出率明显提高。免疫荧光法可用于检测抗原，也可用于检测抗体。Guimaraes S等［4］曾采用间接免疫荧光法对147份0～6岁儿童的血样进行贾第鞭毛虫抗体检测，结果显示该方法具有较高的敏感性和特异性。此外，免疫荧光技术对水中贾第鞭毛虫的检测已经成为目前国际上通用的金标准方法。余素华等［5］采用滤囊过滤、振荡洗脱、离心浓缩、免疫磁珠分离富集贾第鞭毛虫包囊，然后采用免疫荧光染色和微分干涉相衬镜检计数相结合，成功检测出水中的贾第鞭毛虫包囊，为城市用水的安全卫生提供了技术保障。然而，免疫荧光法的关键是要预先充分准备好针对不同靶抗原对应的特异荧光抗体，而且实验室必须备有荧光显微镜等必须设备。因此，该方法的成本相对较高。

4.3 分子生物学检测

在对贾第鞭毛虫的直接检测中，对样本中的包囊进行富集浓缩、涂片镜检是最传统、最经典的方法。随着分子生物学技术的快速发展，许多日新月异的分子生物学快速诊断方法相继被国内外科技工作者研发并应用。比如PCR方法、套式PCR方法、逆转录PCR（RT-PCR）方法、实时荧光定量PCR（Real-time PCR）方法，多重荧光PCR、PCR-限制性片段多态分析（PCR-RFLP）、环介导等温扩增技术（LAMP）等分子生物学检测技术都已经成功应用到对贾第鞭毛虫的检测当中。针对贾第鞭毛虫的基因检测技术已成为当前所有贾第鞭毛虫检测技术当中最快速、最敏感的诊断方法之一。

4.3.1 PCR PCR技术是20世纪80年代中期发展起来的一种体外核酸扩增技术，该技术已用于贾第鞭毛虫临床标本和环境水样的检测，其优点是敏感、特异，能分辨基因型，简便易行。Trout J M等［6］对狼的粪便利用PCR方法检测粪样中含有的贾第鞭毛虫和隐孢子虫，首次报道了贾第鞭毛虫的多种基因型。Marangi M等［7］对意大利贫困地区的儿童粪便样本和犬粪样本采用PCR技术检测贾第鞭毛虫感染情况，成功检出5份儿童粪便和8份犬粪便样本为贾第鞭毛虫阳性，与传统的粪便显微镜检方法相比，PCR技术的敏感性大大提高。

4.3.2 套式PCR（nested-PCR） 套式PCR是指分别用两套PCR引物进行两轮PCR扩增，从极少量的模板中获得较高浓度和纯度的靶片段的扩增技术。国外很多学者将套式PCR应用到对贾第鞭毛虫的检测和研究中，大大提高了贾第鞭毛虫检测的敏感性和可靠性。Miller K M等［8］采用套式PCR对贾第鞭毛虫包囊进行敏感性试验，结果显示，该方法可有效检测到单个贾第鞭毛虫包囊。Ghosh S等［9］设计了2对引物对贾第鞭毛虫rRNA的基因间隔区（intergenic spacer，IGS）进行两轮扩增，成功检出少于2pg的贾第鞭毛虫滋养体的DNA。而且在对粪便样品进行蓝氏贾第鞭毛虫的直接诊断中，通过套式PCR扩增IGS序列，显示了更高的灵敏性和特异性，应用该技术可检测到100μL粪便样本中的10个寄生虫原虫。

不仅如此，应用套式PCR技术还可确定贾第鞭毛虫的基因型。Helmy M M等［10］根据贾第鞭毛虫的磷酸丙糖异构酶（TPI）基因，设计引物，建立套式实时PCR方法成功对贾第鞭毛虫的两个主要的基因型进行检测。Mahdy A K等［11］根据贾第鞭毛虫核糖体RNA小亚基基因序列，建立套式PCR检测方法。应用该技术，作者对马来西亚某地区已通过三色染色法确定贾第鞭毛虫粪便包囊进行基因分型研究。通过测序技术和进化树的绘制及分析，准确鉴定出了当地贾第鞭毛虫流行的虫株基因型（B型）。

4.3.3 逆转录-PCR 逆转录PCR（RT-PCR）是对RNA病毒进行快速检测的一种最常用的分子诊断技术。提取细胞或组织总RNA后在逆转录酶的作用下合成cDNA，PCR扩增cDNA基因便能达到检测病原微生物的目的。该技术也被应用到对贾第鞭毛虫的检测。通常，对贾第鞭毛虫的PCR检测都针对染色体DNA进行，但PCR的缺点是不能提供病原体的活性和感染性。由于染色体DNA在卵囊死后仍可能在较长时间内保存完好，普通PCR往往能检出无感染活性的卵囊。由于mRNA的半衰期非常短（几秒钟），与以DNA为基础的其他检测方法相比，mRNA更能准确的反映机体的活性状态。因为只有活性的细胞才能产生mRNA，所以针对贾第鞭毛虫的RT-PCR检测技术正是基于检测编码热激蛋白Hsp70（heat shock protein 70）的 mRNA来检测具有感染活性的卵囊。该方法通过热激贾第鞭毛虫卵囊，诱导其产生保护性的热激蛋白mRNA，随后立即抽提mRNA，将mRNA反转录成单链DNA，用PCR扩增DNA产物，达到检测的目的。Lee G C等［12］根据贾第鞭毛虫基因序列和生物信息学分析设计Hsp70引物，利用RT-PCR方法扩增贾第鞭毛虫热激蛋白70基因，以区别贾第鞭毛虫包囊的死活。研究表明，该技术灵敏度极高，在对包囊进行热处理（45℃，20min）后，可检测到1个活包囊／100μL。由此可见，该技术在贾第鞭毛虫卵囊活性检测中的巧妙应用，打破了RT-PCR技术在寄生虫领域的应用瓶颈，为该技术在生物领域的广泛使用开辟了新途径，新思路。

4.3.4 实时荧光定量PCR（Real-time PCR） 实时荧光定量PCR技术是一种被生物科技工作者广泛使用的分子检测技术。该技术的发明归功于两个重要的发现：一是发现DNA Taq酶有从5′到3′外切酶活性，二是利用荧光能量传递技术构建了双标记寡核苷酸探针，即TaqMan探针。在PCR过程中，这些荧光信号可以被探测器所“即时”捕获。该方法的特异性由引物和探针的特异性所决定，只有在PCR过程中，探针退火到目标片段才能发出荧光信号。国外很多学者等将荧光探针检测技术与RTPCR技术相结合，建立了实时荧光定量RT-PCR技术，使得对贾第鞭毛虫的检测的灵敏性远远高于常规显微镜检测方法。

Bruijnesteijn van Coppenraet L E 等［13］应用实时荧光定量PCR方法对单次收集的粪便样本进行阿米巴虫，贾第鞭毛虫，隐孢子虫的多重联合检测，同时与分三次连续收集粪便样品进行显微镜检测结果进行比对 。实时荧光定量PCR结果显示，在397份患者的粪便样本中检出152例（38.3%）阳性病例，其中18个样本为双重感染。应用实时荧光定量PCR检测方法使得临床检出率提高了18%，而且结果证明，在临床试验中一个单一的粪便样本就可满足完整的寄生虫学的诊断。无独有偶，Ten Hove R J等［14］也曾对人粪便样本进行溶组织阿米巴，贾第鞭毛虫，隐孢子虫和粪类圆线虫的感染情况进行检测分析和评估，并将日常检测使用的显微镜检和抗原检测结果与建立的多重实时荧光定量PCR检测结果进行比对。结果显示，多重实时荧光定量PCR方法对溶组织阿米巴、贾第鞭毛虫、隐孢子虫和粪类圆线虫的检出率大大提高。Calderaro A等［15］对2006年-2008年收集386个患者的771份粪样本进行常规检查和实时荧光定量PCR检测，并对其敏感性和特异性进行了评估。结果表明，实时荧光定量PCR方法检出了195份阳性样本，比常规显微镜检查（金标方法）多26份阳性，其灵敏度、特异度、阳性预测值和阴性预测值均为100%。Helmy M M等［10］对收集的97份人粪样本进行贾第鞭毛虫的实时荧光定量PCR检测，结果显示，41份样本为阳性（42.3%），敏感性极高。由此可见，实时荧光定量PCR方法是一种非常敏感、高效、实用的快速检测技术，它不仅可完成高通量的检测，同时也大大降低了传统检测方法的工作量。

4.3.5 多重Real-time PCR 将几对引物集聚在同一个PCR反应体系内，同时对指定样本进行扩增，达到一步法检测不同种类的寄生虫或同一种类寄生虫的不同基因型的目标，这一技术称为多重PCR。

贾第鞭毛虫、溶组织阿米巴虫和隐孢子虫是3种最重要的导致腹泻的寄生原虫。多年来，显微镜检查粪便样本被认为是溶组织阿米巴、贾第鞭毛虫和隐孢子感染诊断的“金标准”，虽然PCR、酶联免疫吸附试验和直接荧光抗体检测方法已被引入三种寄生虫感染的诊断，但以上相对独立的检测方法用于对每一种寄生虫检测，合计起来费时、花费高、消耗大。应用多重PCR技术则可有效解决以上问题。Haque R等［16］建立了多重Real-time PCR，在同一个PCR反应体系中采用种特异性探针分别对溶组织阿米巴、贾第鞭毛虫和隐孢子虫进行实验室鉴别检测，并将建立的方法在临床标本进行评价。结果表明，该方法具有相当高的敏感性（89%）和特异性（99%）。该方法不仅可对以上3种寄生原虫进行一步法检测，同时该方法也可单独用于检测某种寄生虫。Ten Hove R J等［14］利用多重 Real-time PCR技术检测了2 591份粪便中的阿米巴、贾第鞭毛虫、隐孢子虫和类圆线虫，与传统镜检检测方法进行比较，敏感性明显提高。

不仅如此，应用多重Real-time PCR技术还可对贾第鞭毛虫的基因型进行分型检测研究。Eligio-Garcia L等［17］利用多重Real-time PCR对24份已知的贾第鞭毛虫阳性粪便样本进行分型基因检测。结果显示，18份为A1型，4份为A2型，1份为A1和A2混合型感染，1份为G型。多重Real-time PCR方法的应用，不仅方便快捷，而且省时间、低消耗，未来的临床应用前景非常广阔。

4.3.6 PCR-限制性片段多态性分析 PCR-限制性片段多态性分析（PCR-restriction fragment length polymorphism，PCR-RFLP）是一种通过设计保守引物，PCR扩增某些基因片段，然后用特定的限制性内切酶酶切，观察其酶切片段差异，进而准确鉴定不同种或不同基因型的现代分子技术。Helmy M M等［10］采用套式荧光PCR-RFLP技术对发生急性腹泻人群的粪便样本进行贾第鞭毛虫的磷酸丙糖异构酶（TPI）基因分析。该方法成功揭示了当地发生腹泻人群受贾第鞭毛虫感染严重，并对贾第鞭毛虫的基因型进行了鉴别。该技术不仅能从新鲜粪便样本中检测到贾第鞭毛虫，而且指出当地流行的基因型及最易感人群的年龄。Ajjampur S S等［18］对南印度地区城市贫民窟居民的发生急性腹泻的儿童进行贾第鞭毛虫感染调查，并对50份有腹泻症状儿童的阳性粪样和51份无症状的儿童阳性粪样进行磷酸丙糖异构酶基因的PCR-RFLP分析。结果显示50份有腹泻症状的儿童的阳性粪便中，40份基因型为B型，5份为A2型，5份为B和A2混合感染；51份无症状的儿童阳性粪样中，48份基因型为B型，2份集聚体A2型，1份为B型和A2型混合感染。由于PCR-RFLP方法快速简便、成本较低，而且对样品的纯度要求不高，因此具有独特的应用价值和前景。

4.3.7 环介导等温扩增技术 环介导等温扩增技术（LAMP）是一种非常简洁和方便的基因扩增方法。通过该技术能实现在15min～60min内，将目标基因扩增109～1010倍，这是所有其他基因扩增方法无法比拟的。也正是因为LAMP方法灵敏度极高，能实现样品前处理简单化的目标。如此高效率地扩增，产物量多到我们直接肉眼就能鉴别结果（反应中产生大量焦磷酸镁，可以肉眼判断结果），省去了其他基因扩增方法后续结果检测的步骤。该技术依赖于能够识别靶序列上6个特异区域的引物和一种具有链置换特性的DNA聚合酶，在等温条件下可高效、快速、特异地扩增靶序列。国外学者Plutzer J等［19］首次将LAMP技术应用到对贾第鞭毛虫的检测，并对该技术与传统的PCR检测技术进行比对。作者利用LAMP技术对35份粪便和水样品进行检测，其中检出阳性样本24份，比常规PCR检出阳性样本多1份；LAMP的特异性试验结果显示，该方法能特异扩增贾第鞭毛虫集聚体A和B 2个基因型，而不能扩增其他寄生虫。与PCR和Real-time PCR方法相比，LAMP是一种重复性好、灵敏性高、特异性强、经济省钱的贾第鞭毛虫快速检测方法。Plutzer J等［20］应用LAMP方法并借助PCR测序技术，对2008年2月至3月期间匈牙利特定区域内132只水鸟的粪便样本进行贾第鞭毛虫和隐孢子虫的检测，结果表明，在自然环境中，水鸟在隐孢子虫和贾第鞭毛虫的散播和区域性流行中起到一定的作用。我国学者卢潍媛等［21］根据GenBank贾第鞭毛虫基因序列及环介导等温扩增技术的原理，设计4条贾第鞭毛虫特异引物，利用LAMP检测蓝氏贾第鞭毛虫DNA。LAMP产物经SYBR green I显色反应，对LAMP产物进行琼脂糖凝胶电泳分析，结果成功检测到体外培养的蓝氏贾第鞭毛虫滋养体。虽然LAMP法引物设计比较复杂，但与传统的PCR技术相比，该方法具有灵敏度高、特异性强、操作简便快速、不需要复杂仪器设备等优点，因此为临床检测贾第鞭毛虫提供了一种快速、简便的新方法 。

5 结语

综上所述，贾第鞭毛虫病为人体肠道感染的最常见寄生虫病之一，常常引起腹泻、腹痛和消化不良，对人体健康的危害严重。贾第鞭毛虫的检测技术多样，但各有优缺点。用显微镜对人的粪便进行镜检已经成为诊断贾第鞭毛虫的“金标准”。然而，当用该法对粪便样本进行显微镜镜检时费时费力，劳动强度大，检出率低，敏感性不高。免疫学检测法虽然大大提高了敏感性，但它对抗原要求较高，且很难区分包囊的活性。

现代分子生物学检测技术以其敏感性好、特异性强、准确性高、检测过程耗时短等众多优点越来越受到青睐，基因的分子检测也将贾第鞭毛虫的检测技术提高到了新的台阶。分子生物学检测方法的建立极大地大缩短了贾第鞭毛虫检测时间，也逐渐被越来越多的科研人员应用和改进。PCR及其衍生技术的应用极大地提高了贾第鞭毛虫的检出率，尤其是Real-time PCR方法敏感性极高，分子生物学检测技术已成为当前所有贾第鞭毛虫检测技术当中最快速、最敏感的方法之一，具有很好的发展前景。

然而，在实际检测过程中，尽管由于贾第鞭毛虫DNA交叉污染的情况出现，但相比而言它的特异性仍然较低，很多阳性样本无法检出。因此，在实际工作中，对粪便样本进行贾第鞭毛虫检验和鉴定，显微镜检查仍是首选，这主要是因为它能够同时检测除贾第鞭毛虫以外的其他胃肠道寄生虫。实时荧光定量PCR以及LAMP技术因具有较高的敏感性，因而常用于显微镜检查的替代方法，或大量样本检测的初筛工具，在实际检测中应用非常广泛。我们有理由相信，随着免疫学和分子生物学技术的不断发展和创新，贾第鞭毛虫的检测方法也会越来越完善，以便将贾第鞭毛虫的危害降到最低。

［1］ Claerebout E，Casaert S，Dalemans A C，et al.Giardia and other intestinal parasites in different dog populations in Northern Belgium［J］.Vet Parasitol，2009，161：41-46.

［2］ Selim S，Nassef N，Sharaf S，et al.Copro-antigen detection versus direct methods for the diagnosis of Giardia lamblia in patients from the National Liver Institute［J］.J Egypt Soc Parasitol，2009，39：575-583.

［3］ Geurden T，Berkvens D，Casaert S，et al.A Bayesian evaluation of three diagnostic assays for the detection of Giardia duodenalis in symptomatic and asymptomatic dogs［J］.Vet Parasitol，2008，157：14-20.

［4］ Guimaraes S，and Sogayar M I.Detection of anti-Giardia lamblia serum antibody among children of day care centers［J］.Rev Saude Publica，2002，36：63-68.

［5］ 余素华，陈贻球，严锦玲.免疫荧光法测定水中贾第鞭毛虫孢囊和隐孢子虫卵囊［J］.环境监测管理与技术，2009，21（1）：33-35.

［6］ Trout J M，Santin M，Fayer R.Giardiaand Cryptosporidium species and genotypes in coyotes（Canis latrans）［J］.J Zoo Wildl Med，2006，37：141-144.

［7］ Marangi M，Berrilli F，Otranto D，et al.Genotyping of Giardia duodenalis among children and dogs in a closed socially deprived community from Italy［J］.Zoonoses Public Health，2006，57：54-58.

［8］ Miller K M，and Sterling C R.Sensitivity of nested PCR in the detection of low numbers of Giardia lamblia cysts［J］.Appl Environ Microbiol，2007，73：5949-5950.

［9］ Ghosh S，Debnath A，Sil A，et al.PCR detection of Giardia lambliain stool：targeting intergenic spacer region of multicopy rRNA gene［J］.Mol Cell Probes，2000，14：181-189.

［10］ Helmy M M，Abdel-Fattah H S，Rashed L.Real-time PCR／RFLP assay to detect Giardia intestinalis genotypes in human isolates with diarrhea in Egypt［J］.J Parasitol，2009，95：1000-1004.

［11］ Mahdy A K，Surin J，Mohd-Adnan A，et al.Molecular characterization of Giardia duodenalis isolated from Semai Pahang Orang Asli（Peninsular Malaysia aborigines）［J］.Parasitology，2009，136：1237-1241.

［12］ Lee G C，Nam S H，Chae J C，et al.Giardia duodenalis：improved detection of viable cysts by reverse transcription-PCR of heat shock-inducible hsp70gene［J］.Exp Parasitol，2009，123：377-380.

［13］ Bruijnesteijn van Coppenraet L E，Wallinga J A，Ruijs G J，et al.Parasitological diagnosis combining an internally controlled real-time PCR assay for the detection of four protozoa in stool samples with a testing algorithm for microscopy［J］.Clin Microbiol Infect，2009，15：869-874.

［14］ Ten Hove R J，van Esbroeck M，Vervoort T，et al.Molecular diagnostics of intestinal parasites in returning travellers［J］.Eur J Clin Microbiol Infect Dis，2009，28：1045-1053.

［15］ Calderaro A，Gorrini C，Montecchini S，et al.Evaluation of a real-time polymerase chain reaction assay for the laboratory diagnosis of giardiasis［J］.Diagn Microbiol Infect Dis，2012，66：261-267.

［16］ Haque R，Roy S，Siddique A，et al.Multiplex real-time PCR assay for detection of Entamoeba histolytica，Giardia intestinalis，and Cryptosporidiumspp［J］.Am J Trop Med Hyg，2007，76：713-717.

［17］ Eligio-Garcia L，Cortes-Campos A，Jimenez-Cardoso E.Classification of Giardia intestinalis isolates by multiple polymerase chain reaction（multiplex）［J］.Parasitol Res，2008，103：797-800.

［18］ Ajjampur S S，Sankaran P，Kannan A，et al.Giardia duodenalis assemblages associated with diarrhea in children in South India identified by PCR-RFLP［J］.Am J Trop Med Hyg，2009，80：16-19.

［19］ Plutzer J，Karanis P.Rapid identification of Giardia duodenalis by loop-mediated isothermal amplification（LAMP）from faecal and environmental samples and comparative findings by PCR and real-time PCR methods［J］.Parasitol Res，2009，104：1527-1533.

［20］ Plutzer J，Tomor B.The role of aquatic birds in the environmental dissemination of human pathogenic Giardia duodenalis cysts and Cryptosporidiumoocysts in Hungary［J］.Parasitol Int，2009，58：227-231.

［21］ 卢潍媛，袁忠英，沈玉娟 等.环介导等温扩增技术检测蓝氏贾第鞭毛虫［J］.国际医学寄生虫病杂志，2010，37（3）：145-147.