公猪膻味物质粪臭素Ⅰ相代谢产物研究进展

李 凤，贺稚非，李洪军

（西南大学食品科学学院，重庆400716）

公猪膻味物质粪臭素Ⅰ相代谢产物研究进展

李 凤，贺稚非，李洪军*

（西南大学食品科学学院，重庆400716）

粪臭素是导致公猪肉膻味的主要物质之一，可导致牛、羊等的急性肺水肿和肺气肿，并具有细胞遗传毒性以及可能的致癌性。其恶臭味和多种微生物的生长抑制性给环境和生态带来影响，因此粪臭素的代谢机理及产物的研究受到医学、动物学、微生物学、环境和食品等诸领域研究者的一致关注。从粪臭素代谢产物的分离、分析方法，不同生物的代谢产物等方面对现有的研究成果进行了总结。

粪臭素，代谢产物，进展

粪臭素（skatole，SK）即3-甲基吲哚（3-methylindole，3MI），是一种重要的吲哚衍生物，可溶于有机溶剂，难溶于水，具有恶臭的挥发性的杂环化合物[1]，是反刍动物的瘤胃中[2-3]或者单胃动物[4]的肠道中微生物以色氨酸为前体的一种代谢产物。人体可因吸烟或食用发酵乳制品及膻味猪肉接触到粪臭素。药物和毒物的代谢反应大致可以分为氧化（oxidation）、还原（reduction）、水解（hydrolysis）和结合（conjugation）四种类型，氧化、还原和水解为Ⅰ相代谢，结合反应为Ⅱ相代谢。粪臭素在动物体内的Ⅰ相代谢主要是在肺和肝脏中细胞色素P450酶系参与下完成[5-6]。与羊、鼠和兔有关的代谢研究主要是关于肺细胞色素P450酶系与代谢的关系及代谢产物的分离鉴定[7-9]，这与粪臭素能引起牛、羊等的急性肺水肿和肺气肿，而鼠和兔对粪臭素的敏感性相对较低有关。与猪有关的代谢研究主要是关于肝细胞色素P450酶系与代谢的关系和代谢产物的分离鉴定[10-13]，这主要因为粪臭素是引起公猪膻味的主要物质之一，经调节粪臭素的代谢而降低猪肉粪臭素含量是降低膻味的一个研究思路。而与微生物有关的代谢目前主要集中在对腐败微生物的利用情况的研究[14-16]，因为这类研究的目的都是考察污水或污泥中粪臭素的生物降解。由于粪臭素可能对细胞具有遗传毒性而导致肿瘤的发生[17-19]以及一些含吲哚啉结构的物质具有治疗潜力[20]有关，人体细胞代谢粪臭素及吲哚衍生物的研究也日益增多[21-25]。本文对粪臭素代谢产物的现有研究成果进行总结概括。

1 代谢产物的研究方法

体内或者体外代谢产生的中间产物都需要进行预处理和分离提取后才能进行进一步的鉴定和测定，处理的方法根据分离的目的和样本特点而有所区别。

1.1 产物的分离纯化

粪臭素Ⅰ相代谢产物极性较粪臭素要高，产物的分离提取方法通常是基于代谢产物的极性差异而建立的。对于一些不稳定的代谢产物常用谷胱甘肽（glutathione，GSH）或乙酰半胱氨酸（N-acetylcysteine， NAC）将其结合后再分离测定。包含代谢物的样本通常有尿液、体外孵育体系和微生物发酵液。

研究动物体内代谢产物的主要样本是静脉注射或者口服粪臭素后收集24～72h内的尿液。尿液一般需要经过初步的分离纯化后才能用HPLC进行分离和鉴定。Skiles等[7]给小鼠注射14C标记的粪臭素后收集24h内的尿液，采用固相萃取分别经pH6.0的醋酸铵缓冲液和乙腈洗脱，得到含主要非极性代谢产物的有机相用于HPLC分析。注射未标记粪臭素后得到的鼠尿经乙酸乙酯提取三次后，N吹去除溶剂后溶解在乙腈-水溶液中，并进一步采用反相HPLC进行纯化后N吹去除溶剂后重新溶解到四氢呋喃-庚烷中，再用正相HPLC纯化，最后去除溶剂后在氯仿中浓缩结晶得到用于色谱分析的单一组分。Camilla等[12]对含14C标记的粪臭素代谢物的猪尿液经一次等度洗脱制备液相色谱和一次梯度洗脱制备液相色谱分离后，得到三种组分用于色谱分析。Smith等[8]对小鼠和山羊尿液中的极性和非极性的产物都进行了提取。将尿液稀释并调整pH后上C18提取柱提取非极性组分，用乙腈洗脱，洗脱液浓缩后用HPLC分离，分部收集各组分并进行放射性测定。分部收集的组分进一步用不同的流动相和洗脱梯度进行分离纯化。极性组分的提取采用两种方法，一种是调整pH后用水饱和丁醇提取，醇相去除溶剂后制成水溶液，经芳基硫酸酯酶处理后用乙酸乙酯提取，去除溶剂后用水溶解进行HPLC分析；另一种是尿液经乙酸乙酯提取三次后将剩余水相调节pH到3.0用异丁醇提取三次，提取其中的葡萄醛酸结合物，去除溶剂后用乙酸乙酯溶解并用醋酸铵水溶液反提后水相旋转蒸发后溶解沉淀用于进一步的HPLC分离。Andrew等[26]收集颈静脉给粪臭素后72h内的羊尿，用高氯酸调整至pH2.0后再用碳酸钾调整至pH7.0并离心，部分上清液分别与葡糖苷酸酶或者芳基硫酸酯酶孵育后，经阴离子交换树脂分离，分段收集的组分经薄层层析分离后与对照品进行比较分析。

研究微生物代谢的样本主要是微生物发酵液。B.Yin等[16]在有氧条件下研究铜绿假单胞菌对粪臭素的利用情况，发酵液4000×g离心后经0.02μm滤膜过滤后直接进行HPLC分析。JI-Dong GU等[14，27]采用产甲烷菌群发酵含粪臭素的发酵液经过滤、二氯甲烷萃取和无水硫酸钠脱水后去除有机溶剂再采用二氯甲烷和甲醇作为展开剂，进行薄层层析分离得到代谢产物，进行紫外图谱和质谱分析。Ping-Li等[28]对恶臭假单胞菌降解粪臭素的发酵液经离心和过滤后采用HPLC进行代谢产物的分析，为分离得到用于质谱分析的组分对滤液采用二氯甲烷提取，氮吹除掉溶剂后用正己烷溶解残留物用于气相色谱-质谱分析。

体外模拟实验的样本一般都是细胞或者酶孵育体系。体外模拟孵育体系中干扰分析检测的组分相对较少，一般可以离心后直接采用HPLC进行分离和鉴定。根据研究需要也可采用一定的分离提取手段分离纯化一种或者某几种产物。Jakob等[11]对猪肝脏微粒体外孵育液经C18柱分离并氮吹除去乙腈洗脱剂后将沉淀重新溶解后进行HPLC分析。Janice R等[9]将兔肺泡巨噬细胞、卡拉细胞和亚细胞部分分别与粪臭素共孵后的体外孵育液加甲醇混合离心后，取上层清液经氮吹去除溶剂后重新用醋酸铵缓冲液溶解，并用HPLC分析代谢产物；为分离到不稳定的中间代谢物，在孵育体系中加入NAC或者GSH以结合不稳定的代谢产物使其可被分离得到用于检测。Zhengyin Yan等[25]研究人肝脏微粒的代谢产物时将孵育液经10000×g离心后上清液经C18固相萃取后，进行液相色谱串联质谱（LC-MS-MS）分析代谢产物。Lanza D[29]将人及商品P450酶系与粪臭素孵育的不同酶孵育液3000×g离心20min后直接进行HPLC分析，不稳定中间产物用NAC结合后测定。Gonzalo J.Diaz等[30]将猪肝脏微粒与粪臭素孵育完成后加入等体积的冰冻乙腈终止反应，离心取上清液用于代谢产物的HPLC分析，并在不同代谢产物的对应保留时间采用制备液相色谱收集流出部分去除溶剂后用于紫外图谱分析，对于不能根据保留时间确定的组分进一步进行HMR分析。Matal等[31]对人和猪肝脏P450酶系代谢粪臭素体外孵育液离心后取上清进行HPLC分析。牛痘病毒表达的人、小鼠和兔的P450酶与粪臭素的孵育液加入甲醇离心后氮吹去除有机溶剂，用磷酸盐缓冲液溶解并在HPLC分析之前进行超声处理[6]。原代培养的猪肝脏细胞代谢粪臭素的孵育液[32]与等体积的乙腈混合后离心取上清进行HPLC分析。Jaime等[23]采用异源表达的人CYP2A13和人肝细胞细胞质分别与粪臭素孵育后加冰冻的乙腈终止反应后，离心取上清液用于代谢产物的HPLC/UV/MS分析，为了分离鉴定两种谷胱甘肽的结合物，将孵育液经固相萃取后真空去除溶剂并用乙腈水溶液溶解后进行LC-MS分析，为了分析3-谷胱甘肽-S-甲基吲哚的形成，将孵育液离心取上清除去溶剂后重新溶解并经固相萃取后再用于LC-MS分析。

经初步分离得到代谢产物混合物的分析常采用反相HPLC，常用的色谱柱为5μm，250×4.6mm C18柱，一般需采用两种流动相进行梯度洗脱，如乙腈∶水[7]；乙腈∶磷酸钾缓冲液[11，32]，四氢呋喃∶磷酸钾缓冲液，甲醇∶磷酸钾缓冲液∶乙腈[12，30]；冰醋酸溶液∶乙腈，醋酸铵缓冲液∶乙腈[9，29]，酸化水∶乙腈[8]；甲醇-水梯度洗脱[16，28]；醋酸水溶液∶乙腈[6，25]；甲酸水溶液∶乙腈[23]等。梯度的调整主要是改变流动相的极性水平以达到使不同极性的产物依次被洗脱。

1.2 定性和定量检测的方法

代谢产物的相对含量确定通常采用14C对粪臭素进行标记示踪[6-9，12，26]，也有采用重氢标记示踪的[23，25]，或者稳定同位素标记捕获（stable isotope trapping）[25]，样品分离后经液体闪烁谱仪或者液闪计数仪定量。

不同代谢产物的鉴定常采用有HPLC保留时间（Retention times，RT）定性[6，23，29-32]，紫外吸收图谱[6，9，14，23，30]定性、荧光检测[11，30，32]，或者分离纯化得到单一组分后进行核磁共振（nuclear magnetic resonance spectroscopy，NMR）[30]和质谱（mass spectrum，MS）分析[7，12，14]。也可采用液相色谱-质谱（LC-MS）[23]、气相色谱-质谱（GC-MS）[8，28]或者液相色谱串联质谱（LC-MS-MS）[16，25]进行分析。早期也有采用薄层层析RF值定性[26]。

2 不同生物的代谢产物

用不同的代谢因子或者不同的分离检测手段分析检测到的粪臭素代谢产物都不尽相同。以下按照不同的生物种类进行归纳和总结。

2.1 人

Zhengyin Yan等[25]发现肝脏微粒代谢粪臭素的8种代谢产物，分别是，3MOI（3-methyloxindole，3MOI）、HMOI（3-hydroxy-3-methyloxindole，HMOI）、3HMIN（3-hydroxy-3-methylindolenine，3HMIN）、5-羟基粪臭素、6-羟基粪臭素、4或者7-羟基粪臭素，还有一种是3MOI的苯环氧化的产物。其研究证明了2，3-环氧化的氧化途径和粪臭素毒性活性产物形成前酚代谢产物先脱掉氢。Lanza D[29]用人类淋巴母细胞部分P450酶代谢粪臭素检测到I3C，3MOI和3-亚甲基吲哚啉（3-methyleneindolenine），并未检测到其他产物。Matal等[31]对人肝脏P450酶系代谢粪臭素检测到I3C（indole-3-carbinol，I3C）和3MOI两种代谢产物。Jaime等[23]采用异源表达的人CYP2A13和人肝脏细胞细胞质代谢粪臭素检测到I3C，3MOI和3HMIN。

2.2 猪

Camilla等[12]在猪尿和血液中发现了HMOI，6-硫酸盐粪臭素和3-N-乙酰半胱氨酸硫-粪臭素，而3-N-乙酰半胱氨酸粪臭素仅尿中存在，并且发现HMOI是仅有一种对映异构的手性分子而推测其产生是酶催化的结果。Jakob等[11]对猪肝脏微粒体外孵育体系研究鉴定了HMOI和6-羟基粪臭素两种代谢产物，另外检测到5种代谢产物但是未进行具体的鉴定。Gonzalo J.Diaz等[30]用猪肝脏微粒研究检测到3MOI、HMOI、I3C、2AM（2-aminoacetophenone，2AM）、5-羟基-粪臭素、6-羟基-粪臭素和一种待鉴定的产物。Matal等[31]对猪肝脏P450酶系代谢粪臭素检测到I3C和3MOI两种代谢产物。原代培养的猪肝脏细胞[32]代谢粪臭素可产生3MOI、HMOI和2AM，并未检测到5-羟基-3-甲基吲哚、6-羟基-3-甲基吲哚和吲哚-3-甲醇等产物，也表明了同工酶CYP2E1比CYP2A活性水平对于粪臭素的代谢更重要。

2.3 微生物

B.Yin等[16]检测到铜绿假单胞菌在有氧条件下利用粪臭素的代谢产物吲哚啉-3-甲酸和吲哚啉-3-甲醇，其他生物代谢过程中未见这两种产物的报道。JI-Dong GU等[14，27]对产甲烷菌群静置培养条件下的对粪臭素利用的研究，分离鉴定得到代谢产物3MOI。Ping-Li等[28]确定了恶臭假单胞菌降解粪臭素会产生2AM，3MOI和乙酰苯肼甲酰胺[N-（2-acetylphenyl）fomamide]，其中乙酰苯肼甲酰胺未在其他文献中有报道。

2.4 鼠

Skiles等[7]研究表明，在小鼠给药24h的尿液中非极性代谢产物和极性产物分别占59%和41%左右，HMOI是主要的非极性代谢产物。Smith等[8]在小鼠尿中发现至少6种代谢产物。检测到HMOI，但没有检测到3MOI，鼠尿中检测到3，5或者6-二羟基-3-甲基氧化吲哚和吲哚3-甲酸以及5或6-羟基-3-甲基氧化吲哚的葡醛酸结合物。

2.5 其他

Smith等[8]在山羊尿液中发现了至少11种代谢产物。检测到HMOI，但没有检测到3MOI，羊尿中检测到4或7-羟基-3-甲基氧化吲哚硫酸结合物和葡萄糖醛酸结合物、5或6-羟基-3-甲基氧化吲哚和3，5或6-二羟基-3-甲基氧化吲哚以及吲哚3-甲酸的葡醛酸结合物。Janice R等[9]对兔不同细胞代谢的研究结果发现结合物形式的3HMIN、3MOI和I3C。结果表明，兔对粪臭素的不敏感性和代谢过程的酶没有直接的关系。Lanza D[29]用商品化P450酶代谢粪臭素检测到I3C，3MOI和3-亚甲基吲哚啉（3-methyleneindolenine），并未发现其他代谢产物。牛痘病毒表达的人、小鼠和兔的P450酶系代谢粪臭素检测到代谢产物包括3MOI、I3C和亚甲基吲哚啉[6]，并且发现仅有少数的酶可产生亚甲基吲哚啉，而更多的是生成氧化吲哚。Andrew等[26]确定羊代谢粪臭素可产生I3C和3MOI，并且粪臭素的代谢产物80%经尿液排出。

3 小结

表1 粪臭素主要代谢产物的分布和鉴定方法Table 1 Distribution and identification of the main skatole metabolites

从代谢产物的分离方面看，样本组成的情况和研究目的以及分析检测的手段共同决定了分离纯化的方式，对于尿液以及微生物发酵液等干扰成分较多的样本，在进行分析前通常需要进行初步的分离，而这种分离通常基于不同组分的极性差异采用液-液或者液-固萃取，早期也有采用薄层层析的方法。采用HPLC保留时间定性或者LC-MS、GC-MS和LCMS-MS等方法检测，通常也不必分离纯化得到单一组分。但是进行MS、NMR和紫外图谱分析通常需要分离得到一定纯度的单一组分，因此样品分离纯化的步骤比较繁琐。对不稳定中间代谢产物的研究通常需要在样本中加入GSH或NAC作为结合剂结合被检测组分，再进行分离鉴定。

由于粪臭素对微生物和细胞的抑制作用，体内外实验体系中粪臭素及其代谢产物的浓度都很低，因此放射性标记示踪迄今为止仍是最常用的定量手段。而LC-MS、GC-MS和LC-MS-MS等检测方法的不断发展，逐渐取代了早期研究中分离纯化单一组分后进行NMR和MS分析的检测手段，从而对代谢产物分析前的分离纯化的要求也有所降低。而HPLC不管是作为分离还是分析都是代谢产物研究中不可缺少的重要手段。

不同生物代谢粪臭素都有一些共同的产物，表明不同生物代谢粪臭素的途径可能有些是相同的，但是不同生物或者同种生物的代谢产物又存在差异，表明粪臭素生物代谢的途径具有多样性，当然不同研究者所采用的代谢条件可能存在差异，以及产物的分离纯化手段的差异也可能导致实验结果的差异。在对不同研究结果进行比较时需要注意这些方面可能带来的影响。

粪臭素生物代谢中间产物的研究对象方面有关猪代谢的研究一直受到较多的关注，而关于人代谢粪臭素的研究是目前增长最快的。在研究的手段方面LC-MS、GC-MS和LC-MS-MS等检测方法的不断发展和分子对接（molecular docking）[34]、质量亏损过滤[35]（mass defect filtering，MDF）等技术的运用，使代谢产物的检测更加方便并且检测的灵敏度更高，对样品的前处理的要求也相对降低。在研究体系方面，更多地采用体外模拟体系，代谢因子可采用异源表达的P450因子、商品化的P450因子或者组织细胞的分离组分，使研究更具可重复性，不同的研究结果间具有可对比性，影响因素具有可控制性。粪臭素对于牲畜和人类的重要作用注定其代谢产物、代谢方式、代谢调控的研究会长久地受到广泛关注，而现代分离检测技术的发展也为其研究提供了良好的技术手段。

[1]Zamaratskaia G，Squires E.Biochemical，nutritional and genetic effects on boar taint in entire male pigs[J].Animal，2008，3（11）：1508-1521.

[2]Yokoyama M T，Carlson J R.Microbial metabolites of tryptophan in the intestinal tract with special reference to skatole[J].American Journal of Clinical Nutrition，1979，32（1）：173.

[3]Hammond A，Carlson J R.Inhibition of ruminal degradation of L-tryptophan to 3-methylindole，in vitro[J].Journal of Animal Science，1980，51（1）：207.

[4]Jensen M，Cox R，Jensen B.Microbial production of skatole in the hind gut of pigs given different diets and its relation to deposition in backfat[J].Animal Science Glasgow，1995，61：293-293.

[5]Huijzer J，Adams J，Jaw J，et al.Inhibition of 3-methylindole bioactivation by the cytochrome P-450 suicide substrates 1-aminobenzotriazole and alpha-methylbenzylaminobenzotriazole [J].Drug Metabolism and Disposition，1989，17（1）：37.

[6]Thornton-Manning J，Appleton M，Gonzalez F，et al.Metabolism of 3-methylindole by vaccinia-expressed P450 enzymes：correlation of 3-methyleneindolenine formation and proteinbinding[J].JournalofPharmacologyandExperimentalTherapeutics，1996，276（1）：21.

[7]Skiles G，Adams Jr J，Yost G.Isolation and identification of 3-hydroxy-3-methyloxindole，the major murine metabolite of 3-methylindole[J].Chemical Research in Toxicology，1989，2（4）：254-259.

[8]Smith D，Skiles G，Appleton M，et al.Identification of goat and mouse urinary metabolites of the pneumotoxin，3-methylindole [J].Xenobiotica，1993，23（9）：1025-1044.

[9]Thorntonmanning J R，Nichols W K，Manning B W，et al. Metabolism and Bioactivation of 3-Methylindole by Clara Cells，Alveolar Macrophages，and Subcellular Fractions from Rabbit Lungs[J].Toxicology and Applied Pharmacology，1993，122（2）：182-190.

[10]Lanthier F，Lou Y，Squires E.Skatole metabolism in the intact pre-pubescent male pig：the relationship between hepatic enzyme activity and skatole concentrations in plasma and fat[J]. Livestock Science，2007，106（2-3）：145-153.

[11]Babol J，Squires E，Lundstrom K.Hepatic metabolism of skatole in pigs by cytochrome P4502E1[J].Journal of Animal Science，1998，76（3）：822.

[12]Hansen-Moller J，Friis C，Cornett C，et al.Identification of selected metabolites of skatole in plasma and urine from pigs[J]. J Agric Food Chem，1997，45（6）：2332-2340.

[13]Doran E，Whittington F，Wood J，et al.The relationship between adipose tissue skatole levels，rates of hepatic microsomal skatole metabolism and hepatic cytochrome P450IIE1 expression in two breeds of pig[J].Animal Science-Glasgow-，2002，74（3）：461-468.

[14]GuJ，BerryD.Metabolismof3-methylindolebyamethanogenic consortium[J].Applied and Environmental Microbiology，1992，58（8）：2667.

[15]Yin B，Huang L，Gu J D.Biodegradation of 1-methylindole and 3-methylindole by mangrove sediment enrichment cultures and a pure culture of an isolated Pseudomonas aeruginosa Gs[J]. Water，Air，Soil Pollution，2006，176（1）：185-199.

[16]Yin B，Gu J.Aerobic Degradation of 3-Methylindole by Pseudomonas aeruginosa Gs Isolated from Mangrove Sediment[J]. Human and Ecological Risk Assessment：An International Journal，2006，12（2）：248-258.

[17]Weems J M，Cutler N S，Moore C，et al.3-Methylindole is Mutagenic and a Possible Pulmonary Carcinogen[J].Toxicological Sciences，2009，112（1）：59-67.

[18]Reddy M V，Storer R D，Laws G M，et al.Genotoxicity of naturally occurring indole compounds：correlation between covalent DNA binding and other genotoxicity tests[J].Environmental and Molecular Mutagenesis，2002，40（1）：1-17.

[19]Nichols W K，Mehta R，Skordos K，et al.3-Methylindoleinduced toxicity to human bronchial epithelial cell lines[J]. Toxicological Sciences，2003，71（2）：229.

[20]Sun H，Ehlhardt W J，Kulanthaivel P，et al.Dehydrogenation of Indoline by Cytochrome P450 Enzymes：A Novel“Aromatase”Process[J].JournalofPharmacologyandExperimentalTherapeutics，2007，322（2）：843-851.

[21]Weems J，Yost G.3-Methylindole Metabolites Induce Lung CYP1A1andCYP2F1EnzymesbyAhRandNon-AhRMechanisms，Respectively[J].Chem Res Toxicol，2010，23（3）：696-704.

[22]Shadid M.Formation of 3-methyleneindolenine in human lung，DNAadductsandcarcinogenesisPh.D.thesis[J].TheUniversity of Utah，2009，144：334-379.

[23]D’Agostino J，Zhuo X，Shadid M，et al.The Pneumotoxin 3-Methylindole Is a Substrate and a Mechanism-Based Inactivator of CYP2A13，a Human Cytochrome P450 Enzyme Preferentially Expressed in the Respiratory Tract[J].Drug Metabolism and Disposition，2009，37（10）：2018-2027.

[24]Kartha J S，Yost G S.Mechanism-Based Inactivation of Lung-Selective Cytochrome P450 CYP2F Enzymes[J].Drug Metabolism and Disposition，2008，36（1）：155-162.

[25]Yan Z，Easterwood L M，Maher N，et al.Metabolism and Bioactivation of 3-Methylindole by Human Liver Microsomes[J]. Chemical Research in Toxicology，2007，20（1）：140-148.

[26]Hammond A，Carlson J，Willet J.The metabolism and disposition of 3-methylindole in goats[J].Life Sciences，1979，25（15）：1301-1306.

[27]Gu J D，Berry D F.Degradation of substituted indoles by an indole-degrading methanogenic consortium[J].Applied and Environmental Microbiology，1991，57（9）：2622.

[28]Li P，Tong L，Liu K，et al.Biodegradation of 3-Methylindole by Pseudomonas putida LPC 24 under oxygen limited conditions [J].Fresenius Environmental Bulletin，2010，19（2）：238-242.

[29]Lanza D，Yost G.Selective dehydrogenation/oxygenation of 3-methylindole by cytochrome p450 enzymes[J].Drug Metabolism and Disposition，2001，29（7）：950.

[30]Diaz G，Skordos K，Yost G，et al.Identification of phase I metabolites of 3-methylindole produced by pig liver microsomes [J].Drug metabolism and disposition，1999，27（10）：1150.

[31]MATAL J，MATUSKOVA Z，TUNKOVA A，et al.Porcine CYP2A19，CYP2E1 and CYP1A2 forms are responsible for skatole biotransformation in the reconstituted system[J].Neuro Endocrinology Letters，2009，30：6-40.

[32]Terner M A，Gilmore W J，Lou Y，et al.The Role of CYP2A and CYP2E1 in the metabolism of 3-methylindole in primary cultured porcine hepatocytes[J].Drug Metabolism and Disposition，2006，34（5）：848-854.

[33]Diaz G J，Squires E J.Role of Aldehyde Oxidase in the Hepatic in Vitro Metabolism of 3-Methylindole in Pigs[J].Journal of Agricultural and Food Chemistry，2000，48（3）：833-837.

[34]Sun H.Dehydrogenation of indole and indoline compounds by cytochrome P450 enzymes[D].The University of Utah，2007.

[35]Zhang H，Zhu M，Ray K，et al.Mass defect profiles of biological matrices and the general applicability of mass defect filtering for metabolite detection[J].Rapid Communications in Mass Spectrometry，2008，22（13）：2082-2088.

Review of phaseⅠmetabolites of skatole in boar taint

LI Feng,HE Zhi-fei,LI Hong-jun*
（College of Food Science，South-West University，Chongqing 400716，China）

Skatole is one of the main compounds responsible for boar taint.Skatole causes acute pulmonary edema and emphysema（ABPE）in cattle.Skatole is mutagenic and a possible pulmonary carcinogen.Skatole has repulsive smell and brings about environmental pollution.For above reasons the metabolism of skatole attracted scientists from medicine,zoology,microbiology,environmental and food science.The current knowledge of skatole metabolism from the following aspects:separation and identification methods,metabolites of different organism and the metabolic pathways were summarized.

skatole；metabolites；review

TS251.1

A

1002-0306（2012）01-0404-05

2010－11－22 *通讯联系人

李凤（1971-），女，在读博士，副教授，研究方向：现代食品加工。

农业部公益性行业（农业）科研项目（200903012）。