油茶枯黄酮类化学成分及其体外抗炎活性

焦 兵， 许承婷， 黎 青， 覃江克∗， 罗勇为， 杨文国

（1.广西师范大学化学与药学学院，省部共建药用资源化学与药物分子工程国家重点实验室，广西桂林 541004；2.桂林莱茵生物科技股份有限公司，广西桂林 541199）

油茶Camellia oleifera Abel.系山茶科山茶属植物，油茶枯是油茶籽经压榨出油后的固体残渣，又名油茶籽饼、茶籽饼粕等，呈紫褐色块状，粉碎后即可得到褐色粉末，是一种营养价值较高的油茶副产品，富含皂素、多糖和黄酮等物质[1-4］。每获得一吨茶油约产生四吨的油茶枯[4］，而工业上常用于提取皂素，在民间仅用于肥田，大量被废弃作燃料，未能有效的加以综合利用和充分发挥油茶的宝贵价值，造成了极大的资源浪费[5］，因此对油茶枯综合利用与开发研究成为当前热点之一。

研究表明油茶枯中富含黄酮类化合物[6-8］，Chen等[7］运用了异丙醇-盐析预处理和色谱技术从油茶籽中分离获得7个黄酮苷，并采用ORAC、ABTS抗氧化模型初步评价了其体外抗氧化活性。Gao等[4］从油茶枯中分离获得2个新黄酮苷和8个已知山柰酚类化合物，并考察了其对DPPH自由基的清除活性。刘晓惠[9］对油茶枯总黄酮的生物活性研究表明，提取的总黄酮具有良好的抗炎活性。油茶枯中黄酮类化合物不仅可以作为优良的抗氧化资源，还具有增强人体免疫力、降血压、抗菌和抗癌等活性，但对油茶枯中的黄酮，尤其是其中单体化合物的抗炎活性研究很少。为了进一步阐明油茶枯抗炎作用的物质基础及其作用机制，本研究采用柱层析手段对油茶枯醇提取物的乙酸乙酯、正丁醇部位化学成分进行分离，并采用现代波谱手段鉴定其结构；采用脂多糖 （LPS）诱导小鼠巨噬细胞RAW264.7建立体外炎症筛选模型评价其抗炎活性，旨在为油茶资源的综合开发与利用提供一定的实验依据和理论基础。

1 仪器与试剂

1.1 仪器 WRS-IA型数字熔点仪 （上海精密科学仪器公司）；ESI-MS电喷雾质谱仪 （德国布鲁克-道尔顿公司）；400 MHz、500 MHz超导核磁共振仪 （瑞士Bruker公司）；P230Ⅱ高效液相色谱 （大连依利特分析仪器有限公司）；Dr.Flash中压快速纯化系统 [利穗科技 （苏州）有限公司］；Infinite M1000型多功能酶标仪 （瑞士Tecan公司）；Image Station 4000R凝胶图像分析系统（kodek公司）；SDS-PAGE电泳仪 （美国 BIORAD公司）；KB-800摇床 （浙江其林贝尔仪器有限公司）；311型 CO2培养箱 （美国 Thermo公司）。

1.2 试剂 油茶枯购于广西桂林市龙胜县，经广西师范大学生命科学院唐绍清教授鉴定为正品，粉碎过筛备用。RAW 264.7巨噬细胞购于中科院上海生命科学研究院。分析纯石油醚、乙酸乙酯、正丁醇、乙醇、甲醇 （西陇化工股份有限公司）；50 μm ODS常压开放柱填料 （日本YMC有限责任公司）。Inertil ODS-3 4.6 i.d.×250 mm ODS分析柱 （日本岛津科技公司）；YMC-Pack-ODS-AQ 20.0 i.d.×250 mm ODS制备柱 （日本YMC有限责任公司）；NO试剂盒 （碧云天公司）；MTT粉剂、DMSO（细胞级）、脂多糖 （德国 Sigma公司）；吲哚美辛 [萨恩化学技术 （上海）有限公司］；ELISA试剂盒 （上海邦奕商贸有限公司产品）； Rabbit Anti-COX2、 Rabbit Anti-iNOS、 Rabbit Anti-NF-κB （美国 Abcam 公司）；小鼠抗 β-Actin单抗、辣根酶标记山羊抗兔IgG（H+L）、辣根酶标记山羊抗鼠IgG（H+L）（中杉金桥公司）。

2 提取与分离

取6 kg油茶枯粉末，用60 L 80%乙醇回流提取3次 （3 h／次），合并提取液，减压浓缩得褐色流浸膏2.5 L。静置后撇去上层残油，将下层浸膏分为10份分别分散于2 L水中，依次用石油醚、乙酸乙酯、正丁醇萃取。各部分萃取液分别浓缩得石油醚部分500 mL、乙酸乙酯浸膏80 g、正丁醇浸膏275 g。

取乙酸乙酯萃取物80 g，利用硅胶柱层析进行分离，石油醚-乙酸乙酯梯度洗脱，收集乙酸乙酯比例为10%、20%、40%、50%、60%的流分；这些组分再利用中低压制备色谱以50 μm的C18反相硅胶为分离填料，甲醇-水体系按甲醇的比例为10%、20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%进行梯度洗脱，并根据HPLC检测 （5%～100%甲醇-水体系梯度洗脱20 min）的结果合并相同流份；经过中低压制备色谱分离、合并后的流份，再利用半制备高效液相色谱，按甲醇为85%的甲醇-水体系，检测波长254 nm的条件进行多次反复分离得到化合物1～3。

取正丁醇萃取物80 g，利用硅胶柱层析进行分离，二氯甲烷-甲醇 （100∶0～0∶100） 体系进行梯度洗脱。收集甲醇比例为 10%、14%、18%、20%的流分；这些组分再利用中低压制备色谱以50 μm的C18反相硅胶为分离填料，以10%、20%、30%、40%、50%、60%、70%、80%的甲醇-水梯度洗脱，HPLC检测 （条件5%～100%，梯度洗脱20 min），合并相同流份。根据HPLC检测的结果合并相同流份；经过中低压制备色谱分离、合并后的流份，再利用半制备高效液相色谱，按甲醇为85%的甲醇-水体系，检测波长254 nm的条件进行多次反复分离得到化合物4～7。

3 结构鉴定

化合物1：黄色无定型粉末，mp 274～276℃。1HNMR （CD3OD，400 MHz） δ： 6.17 （1H，d，J＝2.0 Hz， H-6）， 6.38 （1H， d， J＝2.0 Hz， H-8）， 8.07（2H， d， J＝8.8 Hz， H-2′， 6′）， 6.90 （2H， d， J＝8.9 Hz， H-3′， 5′）；13C-NMR （CD3OD， 100 MHz）δ： 148.0 （C-2）， 137.1 （C-3）， 177.3 （C-4），160.5 （C-5）， 99.2 （C-6）， 162.5 （C-7）， 94.5（C-8）， 158.2 （C-9）， 104.5 （C-10）， 123.7 （C-1′）， 130.7 （ C-2′， 6′）， 165.5 （ C-4′）， 16.3（C-3′，5′）。以上数据与文献 [10]一致，故鉴定为山柰酚。

化合物 2：黄色针状结晶，mp252～253℃。1H-NMR （CD3OD， 500MHz） δ： 6.18（1H，d，J＝2.0 Hz， H-6）， 6.38 （1H， d， J＝2.0 Hz， H-8）， 7.73 （2H， d， J＝ 2 Hz， H-2′）， 6.88（1H， d， J＝ 8.5 Hz， H-5′）， 7.63 （1H， dd， J＝2.0， 8.5 Hz， H-6′）；13C-NMR （ CD3OD， 125 MHz） δ： 146.2 （C-2）， 137.2 （C-3）， 177.3（C-4）， 162.5 （C-5）， 99.2 （C-6）， 165.6 （C-7）， 94.0 （C-8）， 158.2 （C-9）， 104.5 （C-10）， 124.1 （C-1′）， 116.2 （C-2′）， 146.2 （C-3′）， 148.8 （C-4′）， 116.0 （C-5′）， 121.8 （C-6′）。以上数据与文献 [11］一致，故鉴定为槲皮素。

化合物 3：黄色粉末，mp 188～190℃。1HNMR （CD3OD， 400 MHz） δ： 6.22（1H，d，J＝2.4 Hz， H-6）， 6.40 （1H， d， J＝2.4 Hz， H-8）， 7.67（1H， d， J＝2.0 Hz， H-2′）， 6.88 （1H， d， J＝8.4 Hz， H-5′）， 7.63 （1H， dd， J＝ 2.4， 2.4 Hz， H-6′）， 5.11 （1H， d， J＝7.6 Hz， H-1″）， 4.52 （1H，d， J＝1.2 Hz， H-1′‴）， 1.12 （3H， d， J＝6.0 Hz， -CH3）；13C-NMR （CD3OD， 100 MHz） δ： 158.5（C-2）， 135.6 （C-3）， 179.4 （C-4）， 161.0 （C-5）， 99.9 （C-6）， 166.0 （C-7）， 94.9 （C-8），159.4 （C-9）， 105.7 （C-10）， 123.2 （C-1′），116.1 （ C-2′）， 149.8 （ C-3′）， 145.9 （ C-4′），117.7 （ C-5′）， 123.6 （C-6′）， 102.4 （Glc-1），5.7 （Glc-2）， 78.2 （Glc-3）， 71.4 （Glc-4），77.3 （Glc-5）， 68.6 （Glc-6）， 104.7 （Rha-1），72.1 （Rha-2）， 72.3 （Rha-3）， 73.9 （Rha-4），69.7 （Rha-5）， 17.9 （Rha-6）。 以上数据与文献[12］一致，故鉴定为芦丁。

化合物 4：黄色无定型粉末，mp 223～224℃。1H-NMR （CD3OD， 500MHz） δ： 8.08（2H， d， J＝7.2 Hz， H-2′， 6′）， 6.89 （2H， d， J＝7.2 Hz， H-3′， 5′）， 6.39 （1H， d， J＝1.2 Hz， H-8）， 6.19 （1H， d， J＝1.6 Hz， H-6）， 5.46 （1H，d， J＝ 6 Hz， H-1″）， 4.75 （1H， d， J＝ 5.4 Hz， H-1‴）， 3.21-3.94 （9H， m， H-2″， 2‴， 3″， 3‴， 4″，4‴， 5″， 5‴， 6‴）；13C-NMR （CD3OD， 125 MHz）δ： 158.5 （C-2）， 135.0 （C-3）， 179.6 （C-4），163.1 （C-5）， 99.8 （C-6）， 165.9 （C-7），94.6 （C-8）， 158.4 （C-9）， 105.8 （C-10），122.8 （ C-1′）， 132.3 （ C-2′， 6′）， 116.2 （ C-3′， 5′）， 161.5 （C-4′）， 100.8 （Ara-1）， 82.5（Ara-2）， 75.0 （Ara-3）， 71.1 （Ara-4）， 66.7（Ara-5）， 105.5 （Glc-1）， 77.1 （Glc-2）， 78.4（Glc-3）， 71.0 （Glc-4）， 78.2 （Glc-5）， 62.4（Glc-6）。以上数据与文献 [13］一致，故鉴定为山柰酚-3-O-β-D-吡喃葡萄糖 （1→2） -α-L-吡喃阿拉伯糖苷。

化合物5：淡黄色结晶型粉末，mp 208.2～209.4 ℃。1H-NMR （CD3OD， 400 MHz） δ： 8.06（2H， d， J＝8.8 Hz， H-2′， 6′）， 6.89 （2H， d， J＝8.8 Hz， H-3′， 5′）， 6.40 （1H， d， J＝ 1.6 Hz， H-8），6.21 （1H， d， J＝1.6 Hz， H-6）， 5.13 （1H，d， J ＝ 7.6 Hz， H-1″）， 4.52 （ 1H， s， H-1‴），3.23-3.82 （10H， m， H-2″， 2‴， 3″， 3‴， 4″， 4‴，5″， 5‴， 6″）；13C-NMR （ CD3OD， 100 MHz） δ：158.5 （C-2）， 135.5 （C-3）， 179.4 （C-4），163.0 （C-5）， 100.0 （C-6）， 166.0 （C-7）， 94.9（C-8）， 159.4 （C-9）， 105.7 （C-10）， 122.8 （C-1′）， 132.4 （ C-2′）， 116.1 （ C-3′）， 161.5 （ C-4′）， 116.1 （C-5′）， 132.4 （C-6′）， 102.4 （Glc-1）， 75.8 （Glc-2）， 78.1 （Glc-3）， 73.9 （Glc-4），77.2 （Glc-5）， 68.6 （Glc-6）， 104.6 （Rha-1），72.1 （Rha-2）， 72.3 （Rha-3）， 71.4 （Rha-4），69.7 （Rha-5）， 17.9 （Rha-6）。 以上数据与文献[4，14]一致， 故鉴定山柰酚-3-O-α-L-鼠李糖-（1→6） -β-D-吡喃葡萄糖苷。

化合物 6：黄色无定型粉末，mp194～195 ℃。1H-NMR （500 MHz， DMSO-d6） δ： 8.02 （d，J＝8.6 Hz， 2H， H-2′， H-6′）， 6.88 （d， J＝8.4 Hz，2H， H-3′， H-5′）， 6.41 （s， 1H， H-8）， 6.19 （s，1H，H-6）， 5.56 （d， J＝7.2 Hz， 1H， Glu H-1），4.57 （d， J＝7.2 Hz， 1H， Xyl H-1）， 4.33 （s， 1H，Rha H-1）， 3.7-3.06 （m， 15H）， 0.94 （d， J＝5.6 Hz， 3H， Rha H-6）；13C-NMR （125 MHz，DMSO-d6） δ： 177.9 （C-4）， 164.4 （C-7）， 161.7（C-5）， 160.3 （C-4′）， 156.8 （C-2）， 156.3 （C-9），133.3 （C-3）， 131.4 （C-2′， 6′）， 121.4 （C-1′），115.6 （C-3′， 5′）， 104.9 （C-10）， 104.4 （Rha C-1）， 100.9 （Xyl C-1）， 99.1 （Glu C-1）， 98.6 （C-6），94.1 （C-8），82.1 （Glu C-2），77.2 （Glu C-3），76.5 （Glu C-5）， 76.2 （Xyl C-3）， 74.2 （Xyl C-2），72.3 （Rha C-3）， 71.0 （Rha C-2）， 70.8 （Rha C-4）， 71.4 （Xyl C-4）， 69.9 （Glu C-4）， 68.6 （Rha C-5）， 66.5 （Glu C-6），66.1 （Xyl C-5），18.1 （Rha C-6）。以上数据与文献 [15］一致，故鉴定为山柰酚-3-O- [2-O-β-D-木糖-6-O-α-L-鼠李糖]-β-D-葡萄糖苷。

化合物7：黄色无定型粉末，mp 202～204℃。1HNMR （500 MHz， DMSO-d6） δ： 7.98 （d， J＝ 8.6 Hz， 2H， H-2′， 6′）， 6.89 （d， J＝ 8.7 Hz， 2H， H-3′， 5′）， 6.40 （s， 1H， H-8）， 6.19 （d， J＝1.6 Hz，1H，H-6）， 5.53 （d， J＝5.4 Hz， 1H， Glu H-1），4.58 （d， J＝7.8 Hz， 1H， Gal H-1）， 4.30 （s， 1H，Rha H-1）， 0.93 （d， J＝ 6.1 Hz， 3H， Rha H-6）；13C-NMR （125 MHz， DMSO-d6） δ： 177.9 （C-4），164.6 （C-7）， 161.7 （C-5）， 160.3 （C-4′）， 156.9（C-9）， 156.8 （C-2）， 133.2 （C-3）， 131.2 （C-2′，6′）， 121.4 （C-1′）， 115.7 （C-3′， 5′）， 104.5 （C-10）， 104.3 （Gal C-1）， 100.8 （Rha C-1）， 99.2（Glu C-1），98.7（C-6），94.2（C-8），82.7（Glu C-2）， 77.5 （Glu C-3）， 77.0 （Glu C-5）， 76.9 （Gal C-5），76.1 （Gal C-3），74.8 （Gal C-2），72.3 （Rha C-3）， 71.0 （Rha C-2）， 70.8 （Glu C-4）， 70.1（Rha C-4）， 70.0 （Gal C-4）， 68.6 （Rha C-5），66.4 （Glu C-6），61.3 （Gal C-6），18.1 （Rha C-6）。以上数据与文献 [15］一致，故鉴定为山柰酚-3-O- [2-O-β-D-半乳糖-6-O-α-L-鼠李糖]-β-D-葡萄糖苷。

所有化合物均为黄酮类化合物，其中化合物4为首次从该植物中分离得到。考虑到化合物2～3的抗炎活性研究已有较多报道，本实验选取化合物1、4～7进行抗炎活性研究。

4 方法与结果

4.1 抗炎活性测试

4.1.1 细胞毒性实验 将生长态势表现良好的RAW264.7细胞进行消化，吹打均匀得细胞悬液。按照 180 μL／孔的体积将浓度为 1×105个／mL 的RAW264.7细胞悬液接种于 96孔板中，于5%CO2、37℃条件下的细胞培养箱中培养。24 h后弃去培养基，重新加入新鲜的培养基180 μL，并在每孔中加入10 μL的LPS溶液使其质量浓度为5 ng／mL，刺激2 h后将吲哚美辛或所得黄酮类化合物样品，加入96孔板中，每个质量浓度梯度设置3个复孔。于含5%CO2、37℃、饱和湿度条件的培养箱中培养24 h。每孔加入10 μL 5 mg／mL的MTT溶液，于培养箱中继续培养4 h。4 h后弃掉上清液，每孔加入DMSO 100 μL并震荡使甲臜紫色结晶完全溶解，于酶标仪中，选择波长为570 nm，测定光密度值并计算细胞存活率。

4.1.2 NO抑制率 采用Griess法检测亚硝酸盐，从而测定出总NO的含有量。取对数生长期的RAW264.7细胞进行消化，按每孔2 mL接种至6孔培养板，于含5%CO2、37℃、饱和湿度条件的培养箱中培养24 h。吸尽每孔上清液，加入新鲜DMEM培养基，分为对照组、LPS（5 ng／mL）组、LPS（5 ng／mL）+化合物组，加入相应质量浓度药物后于5%CO2、37℃、饱和湿度条件下继续培养24 h，随后取细胞上清液测定其中NO的含有量。

4.1.3 PGE2抑制率 采用ELISA双抗体夹心法来测定PGE2。实验步骤同 “4.1.2”项，取上清液根据ELISA试剂盒说明书测定并计算细胞上清液中PGE2浓度。

4.1.4 Western blot实验 取对数生长期的RAW264.7细胞进行消化、接种至细胞培养皿，于含5%CO2、37℃、饱和湿度条件的培养箱中培养24 h。弃去上清液，加入新鲜DMEM培养基，分为对照组、 LPS（5 ng／mL） 组、 LPS（5 ng／mL） +化合物组，加入相应质量浓度药物后继续培养24 h，随后提取细胞总蛋白。用碧云天BCA蛋白浓度测定试剂盒进行蛋白定量。各组取等量蛋白进行聚丙烯酰胺凝胶电泳 （SDS-PAGE），将分离后的蛋白转移至PVDF膜上，封闭液室温封闭2 h后结合一抗，4℃孵育过夜，次日与HRP标记的二抗结合，摇床中室温孵育1.5 h。经显影、定影后，用扫描仪和凝胶成像系统记录相应条带的透射光积分光密度值，以β-actin蛋白条带作为内参，检测蛋白表达量。

4.2 结果

4.2.1 细胞毒性实验 采用MTT方法测定了阳性对照吲哚美辛以及山柰酚类化合物1、4～7对小鼠巨噬细胞RAW264.7存活率的影响，见图1。吲哚美辛及化合物 1、 4～7在浓度为 100 μmol／L时，细胞存活率均大于85%，与阴性对照组无明显差异，表明吲哚美辛和化合物1、4～7在该浓度值下无明显细胞毒作用。

图1 LPS、吲哚美辛及化合物1、4～7对RAW264.7细胞存活率的影响Fig.1 Effects of LPS， indometacin and compounds 1，4-7 on the cell viability of RAW 264.7

4.2.2 抗炎活性

4.2.2.1 对NO的抑制作用 化合物1、4～7对NO的抑制能力测定结果见图2，NO在正常组细胞中存在少量基础表达，当RAW 264.7受到LPS诱导后大量表达 NO，NO水平较空白组提升至56.31 μmol／L （P＜0.01）。 当加入抗炎药物吲哚美辛做阳性对照时，细胞上清液中NO水平显著降低（P＜0.01）；在测试组中，所测试的这些化合物均能显著抑制LPS诱导产生的NO表达 （P＜0.01），且表现出较好的剂量依赖性。

图2 化合物1、4～7对NO表达水平的影响Fig.2 Effects of compounds 1，4-7 on the level of NO expression

4.2.2.2 对PGE2的抑制作用 化合物1、4～7对PGE2的抑制能力测定结果，见图3。PGE2在正常组细胞中存在少量基础表达。在细胞培养液中加入5 ng／mL的LPS刺激2 h后，PGE2水平显著提升（P＜0.01）， 达 106.5 pg／mL。 当加入抗炎药物吲哚美辛和化合物1、4～7均能显著抑制LPS诱导产生的PGE2表达 （P＜0.01），其中化合物1在浓度为100 μmol／L时对LPS诱导的PGE2的抑制效果最佳，此时细胞上清中的PGE2的含有量为41.4 pg／mL，且山柰酚对LPS诱导的PGE2的抑制作用均优于其苷类化合物。

图3 化合物1、4～7对PGE2表达水平的影响Fig.3 Effects of compounds 1，4-7 on the level of PGE2 expression

4.2.2.3 对iNOS、COX-2蛋白表达的抑制作用图4～5表明，在RAW264.7细胞中，无刺激时，细胞中iNOS、COX-2的表达量较低；LPS刺激能够引起iNOS、COX-2蛋白表达水平显著提高；加入山柰酚类化合物以后，细胞中iNOS、COX-2的表达量显著降低，随着化合物的浓度增大其作用效果增强。结果表明化合物1、4～7能够很好的抑制LPS引起的iNOS、COX-2的表达，并呈现出剂量依赖性。在化合物 1、4～7中，山柰酚本身对iNOS、COX-2蛋白的抑制能力最好，随着3位羟基被取代其活性逐渐变弱。

图4 化合物1、4～7对iNOS的抑制作用Fig.4 Effects of compounds 1，4-7 on the inhibition to iNOs

图5 化合物1、4～7对COX-2的抑制作用Fig.5 Effects of compounds 1，4-7 on the inhibition to COX-2

4.2.2.4 化合物1、4～7对NF-κB相关蛋白P65的抑制作用 在细胞中NF-κB通常以失活状态存在，但当细胞暴露于外来刺激如有丝分裂原、炎性细胞因子、LPS时会引起IKK复合体快速将IκB磷酸化继而泛素化，随后被相应蛋白酶降解，此时NF-κB结构中的核定位信号被暴露，进而激活促炎细胞因子如TNF-α、IL-6等靶基因的转录过程，同时体外实验己证明NF-κB可调节巨噬细胞分泌炎性因子的水平[16］。图6表明，LPS刺激能够引起NF-κB蛋白表达水平显著提高；加入化合物1、4～7后，细胞中NF-κB的表达量显著降低，随着化合物的浓度增大其作用效果增强，呈现出剂量依赖性。结果表明化合物1、4～7能够很好的抑制LPS引起的NF-κB的表达；并且山柰酚本身对 NF-κB蛋白的抑制能力较其苷类更佳，随着3位羟基被取代其活性减弱。

图6 化合物1、4～7对NF-κB相关蛋白P65的抑制作用Fig.6 Effects of compounds 1， 4-7 on the inhibition to P65 of NF-κB

5 结论

核转录因子 （NF-κB）可调节控制细胞增殖或生长、炎症反应、细胞粘附等基因的表达，能够与B细胞免疫球蛋白κ轻链的增强子序列发生相互作用，是转录激活过程中实现信号转导的关键因子之一[17］。由于NF-κB能诱导包括许多炎症反应和肿瘤相关基因 [如环氧合酶-2（COX-2）基因、诱导型一氧化氮合成酶 （iNOS）基因、基质金属蛋白酶 （NMP-9）、抗凋亡基因、促炎分子基因等］的表达，而导致炎症或肿瘤的发生，从而成为医药领域中发现有效抗炎、抗肿瘤药物的重要靶点[18-19］。

本研究采用植物化学和波谱学相结合的技术，从油茶枯乙醇提取物的乙酸乙酯和正丁醇部位分离并鉴定了7个黄酮类化合物，其中化合物1、4～7为山柰酚类化合物。化合物4为首次从该植物中分离得到。随后建立脂多糖 （LPS）诱导巨噬细胞RAW264.7产生炎症的细胞筛选模型，结果表明化合物1、4～7均可显著抑制NO、PGE2在细胞内的浓度；能抑制RAW 264.7细胞中NF-κB的活性，以及下调诱导型诱导型一氧化氮合成酶 （iNOS）和环氧合酶-2（COX-2）的表达。其可作为炎症介质或因子的抑制剂而抗炎药物的开发上具有良好发展前景。