益生菌降胆固醇的机制及其评价策略研究进展

高 媛，黄芳芳，王家旺，王慧平，孔保华，秦立刚,*，陈 倩,*

（1.东北农业大学食品学院，黑龙江 哈尔滨 150030；2.东北农业大学动物科学技术学院，黑龙江 哈尔滨 150030）

胆固醇是一种体内广泛存在的类固醇，不仅是构成细胞膜的重要成分，还是合成胆汁酸、类固醇激素和VD3等维持人体健康必需物质的前体[1]，在人体中发挥着不可或缺的生理作用，但其水平过高也会造成潜在的健康隐患，例如心血管疾病、肾脏疾病和骨代谢疾病等[2-4]。其中，心血管疾病是全球主要的致死病因[5]。通常采用药物治疗与饮食调节的方式降低体内胆固醇，药物治疗主要是服用他汀类的一些降脂调脂药物，该法虽便捷有效，但长期服用不仅对人体有毒副作用[6]，且花销不菲；饮食调节通常是指食用低胆固醇或有降胆固醇功效的食品，该法虽健康安全，但长期坚持较为困难，且仅以饮食调节效果有限[7]。可见，这两种方法在实际应用时均有一定的局限性，因此，开发安全有效的降胆固醇方法现已成为研究热点。益生菌是指当达到一定数量时对宿主有益的活性微生物[8]，大量研究已证实其具有降胆固醇作用。因此，明确益生菌的降胆固醇机制、了解评价益生菌降胆固醇特性的策略方法，对开发具有高效降胆固醇作用的益生菌菌株具有重要意义。

1 胆固醇合成及代谢机制

体内胆固醇来源主要包括食源摄取和自身合成两个途径，体内的胆固醇代谢包括转化和转运过程（图1），其中涉及多种酶、载脂蛋白以及蛋白受体的参与[9]。

图1 人体内胆固醇摄取、合成、转化及转运途径Fig. 1 Pathways of cholesterol intake, synthesis, conversion and transport in human body

1.1 胆固醇的摄取

饮食摄取的胆固醇约占人体内胆固醇来源的1/3，小肠是人体摄取胆固醇的主要场所。饮食中的FC首先与胆汁盐形成微团以到达小肠上皮细胞表面[10]，经尼曼-匹克C1型类蛋白1（Niemann-Pick C1 like 1，NPC1L1）通过囊泡内吞机制介导吸收[11]，随后大部分被酰基辅酶A：胆固醇酰基转移酶（acyl-coenzyme A: cholesterol acyltransferase，ACAT）催化为胆固醇酯（cholesteryl ester，CE）[12]。

1.2 胆固醇的合成

胆固醇的合成主要依靠自身细胞内源合成，在大多数细胞中均可合成，其中肝脏是进行胆固醇合成过程的主要部位[13]。胆固醇的合成涉及近30 个反应步骤，首先是两分子的乙酰辅酶A形成乙酰乙酰辅酶A，经HMG-CoA合酶催化，添加上第三分子乙酰辅酶A从而形成HMG-CoA，HMG-CoA被HMG-CoA还原酶还原为甲羟戊酸，随后经多步反应加工为FC[14]。

1.3 胆固醇的转化

在体内，胆固醇可转化为胆汁酸、类固醇激素和VD3。胆汁酸的合成过程包括经典途径和非经典途径，该过程主要在肝脏中进行且以经典途径为主[15]。经典途径中胆固醇首先被CYP7A1催化生成7α-羟基胆固醇，后经多步反应可得到CA和CDCA两种初级胆汁酸[16]。初级胆汁酸可以与甘氨酸或牛磺酸结合形成胆汁盐，进一步被肠道微生物修饰以产生次级胆汁酸，即DCA和LCA[17]。类固醇激素包括肾上腺皮质激素和性激素两类激素的合成，且均始于CYP11A1转化胆固醇为孕烯醇酮[18]。孕烯醇酮可被转化为孕酮和17α-羟基孕酮，随后在肾上腺皮质中经多步反应分别生成醛固酮和皮质醇。孕烯醇酮还可被转化为17α-羟基孕烯醇酮，肾上腺皮质中17α-羟基孕烯醇酮被进一步转化为脱氢表雄酮，性腺中脱氢表雄酮经转化可得到雄烯二酮和睾酮[19-20]，卵巢中雄烯二酮和睾酮经转化可得到雌酮和雌二醇[21]。VD3的合成首先是由7-脱氢酶催化胆固醇以生成7-脱氢胆固醇，紫外线催化7-脱氢胆固醇转化为前VD3，之后通过自发和温度依赖性异构化反应合成VD3。此时生成的VD3还需进行转化才具有生物活性，在肝脏中由25-羟化酶催化生成25-羟基VD3[22]，之后又在肾脏中由1α-羟化酶催化为1α,25-二羟基VD3[23]。

1.4 胆固醇的转运

胆固醇在体内以FC和CE形式存在，并通过脂蛋白运输从而进入血液循环。食物经消化酶作用释放出FC与CE，CE在胆固醇酯酶作用下水解为FC，FC在被小肠摄取后大部分生成CE。肠道以摄取的胆固醇及合成的胆固醇来生成CM和新生HDL，CM由甘油三酯（triglyceride，TG）、胆固醇、磷脂和载脂蛋白构成，新生HDL由磷脂、载脂蛋白和胆固醇构成，CM经淋巴系统进入血液循环后TG被脂蛋白脂肪酶（lipoprotein lipase，LPL）水解，而残余颗粒通过CM残余颗粒受体被肝脏吸收，新生HDL分泌进入血液循环后FC被卵磷脂胆固醇酰基转移酶酯化生成成熟HDL，并通过HDL受体被肝脏吸收[24-25]。肝脏中合成的FC少部分被ACAT酯化为CE，肝脏以脂蛋白中的胆固醇以及合成的胆固醇来生成VLDL、新生HDL和胆汁。VLDL由TG、胆固醇、磷脂和载脂蛋白构成，VLDL分泌进入血液循环后被LPL水解或通过VLDL受体被吸收，VLDL经LPL水解可生成中间密度脂蛋白（intermediate-density lipoprotein，IDL），IDL的TG与HDL的CE通过胆固醇酯转运蛋白交换，部分IDL通过LDL受体（low-density lipoprotein receptor，LDLR）被肝脏吸收，其余的IDL被肝脂肪酶转化为LDL，LDL可通过LDLR被吸收[26-27]。胆汁由水、胆汁酸以及胆固醇等构成，其经胆管从肝脏和胆囊流入十二指肠，胆汁酸大部分经门静脉血运输返回肝脏，而少部分经过粪便和尿液排出体外[28-29]。

2 益生菌降胆固醇机制

益生菌降胆固醇的机制复杂多样，并且是由多种机制协同作用。目前，关于益生菌降胆固醇机制的研究多基于体外实验和动物实验，下面主要从这两个角度分析其降胆固醇的机制。益生菌主要通过菌体细胞吸收结合胆固醇或代谢产物降低体外胆固醇；而降体内胆固醇则是通过影响胆固醇的合成及代谢，即抑制胆固醇的摄取、抑制胆固醇的合成、促进胆固醇的转化和调节胆固醇的转运实现。

2.1 体外降胆固醇机制

2.1.1 菌体细胞吸收结合胆固醇

益生菌可将胆固醇吸收进入菌体细胞内，也可将胆固醇以吸附或掺入的方式结合在菌体细胞表面。李雅迪[30]将植物乳杆菌S11分别在含胆固醇（实验组）和不含胆固醇（对照组）的培养基中培养后，测定其菌体破碎后上清液及细胞碎片悬浮液中胆固醇含量，结果表明实验组的两个组分中胆固醇含量均高于对照组，说明该菌株可通过将胆固醇吸收进入菌体细胞内和将胆固醇吸附或掺入菌体细胞膜的方式降胆固醇。Liong等[31]测定了11 株乳杆菌生长、热灭活和静息细胞的降胆固醇能力，将活细胞和热灭活细胞在含胆汁盐和胆固醇的培养基中进行培养，同时将活细胞在含胆汁盐和胆固醇的磷酸盐缓冲液中进行培养。结果表明，生长细胞的胆固醇去除量显著高于热灭活和静息细胞，说明降胆固醇能力与细胞的生长状态有关，而热灭活和静息细胞均可去除胆固醇的结果则表明胆固醇可能通过与细胞表面结合而得以去除。Lye等[32]测定了5 株乳杆菌在有胆固醇（实验组）和没有胆固醇（对照组）存在的情况下的细胞脂肪酸组成、对超声处理和酶处理的耐受性，以及细胞膜插入3 种荧光探针后的荧光各向异性，结果表明，实验组较对照组细胞脂肪酸组成发生了显著变化，并且耐受性更强，这可能是因为胆固醇掺入了细胞膜，细胞膜荧光各向异性进一步确定了胆固醇的掺入位置，即细胞膜磷脂双分子层的磷脂尾部、上层磷脂和极性头部区域。Choi等[33]探究了植物乳杆菌EM细胞壁的降胆固醇作用，以及细胞的生长和死亡状态对其吸附胆固醇的影响。结果表明，细胞壁能去除胆固醇，且随细胞壁浓度升高胆固醇去除量增多，这说明细胞壁对胆固醇的去除作用无需依赖任何代谢过程。通过扫描电子显微镜观察生长细胞和死亡细胞表面以及制备的细胞壁组分吸附胆固醇的情况，结果表明，无论活细胞还是死亡的细胞，其细胞壁均能吸附胆固醇。

2.1.2 代谢产物降胆固醇

益生菌能够降胆固醇的代谢产物，主要包括胆汁盐水解酶（bile salt hydrolase，BSH）和胞外多糖（exopolysaccharides，EPS）。Ye Zhiwei等[34]采用转录组技术和实时定量聚合酶链式反应（polymerase chain reaction，PCR）研究了海洋植物乳杆菌Lp10的降胆固醇机制，推测BSH和EPS都参与了降胆固醇，并且其降胆固醇机制因培养条件不同而异：该菌株在含胆固醇和胆汁盐的培养基中培养后，bsh1和bsh2基因的表达显著增加，这两个基因诱导了胆固醇和胆汁酸的共沉淀，从而实现降胆固醇；将菌株在含胆固醇但不含胆汁盐的培养基中培养后，EPS生物合成相关基因开始表达，促进了EPS吸附胆固醇实现降胆固醇。BSH水解胆汁盐产生胆汁酸，在酸性条件（pH＜5.5）下，胆汁酸可与胆固醇共沉淀[35]。BSH活性存在着底物偏好，因胆汁盐不同而有所差异[36]。Kumar等[37]测定了3 株植物乳杆菌的BSH活性、水解胆盐能力和胆固醇与胆汁酸的共沉淀能力。首先将菌株分别在含胆固醇和胆汁盐的培养基，以及含胆固醇但不含胆汁盐的培养基中培养，然后离心并测定上清液中胆固醇含量，两种培养条件测出的胆固醇含量的差值就是共沉淀胆固醇的量，结果表明，实验菌株均可产生BSH，但BSH活性和共沉淀胆固醇的能力因菌株而异。降胆固醇与EPS产生存在相关性，胆固醇能促进EPS的产生，产EPS多的菌株，其降胆固醇效果好[38]，并且降胆固醇效果具有浓度依赖性[39]。Yilmaz等[40]研究了6 株植物乳杆菌EPS的降胆固醇能力，发现实验菌株的EPS均能去除溶液中的胆固醇，但不同菌株的EPS降胆固醇能力存在差异，这可能与EPS的大小和结构有关。

2.2 体内降胆固醇机制

2.2.1 抑制胆固醇的摄取

益生菌主要以2 种方式抑制胆固醇摄取，即通过BSH作用与下调NPC1L1基因表达。BSH除诱导共沉淀外，还可水解胆汁盐产生胆汁酸，阻碍胆固醇微团的形成，进而抑制小肠对胆固醇的摄取[41]。Huang Ying等[42]研究了嗜酸乳杆菌ATCC 4356对高脂饮食大鼠小肠（包括十二指肠、空肠和回肠3 个部分）中NPC1L1mRNA和蛋白水平的影响，结果表明，NPC1L1mRNA水平在小肠不同部分有所差异，饲喂菌粉的大鼠十二指肠和空肠中NPC1L1mRNA水平显著降低，且都在蛋白水平上得到了证实，说明该菌株可通过下调小肠中十二指肠和空肠区域的NPC1L1基因表达来抑制胆固醇的摄取。Yoon等[43]发现约氏乳杆菌BFE6154可刺激Caco-2细胞激活肝X受体（liver X receptor，LXR），进而下调NPC1L1基因表达；随后采用该菌液对高脂饮食小鼠进行灌胃处理，结果表明，小鼠肠道中NPC1L1基因表达显著下调，抑制了小肠对胆固醇的摄取。Le等[44]在Caco-2细胞单层中加入植物乳杆菌FB003菌悬液后进行孵育，然后采用实时定量PCR测定Caco-2细胞的NPC1L1mRNA和过氧化物酶体增殖物激活受体α（peroxisome proliferator-activated receptor α，PPARα）mRNA水平；同时，向体系中加入用3H标记的胆固醇胶束溶液，孵育后收集并裂解Caco-2细胞，测定其中的放射性，结果表明Caco-2细胞NPC1L1mRNA水平显著降低，PPARαmRNA水平显著升高，摄取的胆固醇的能力显著降低，说明该菌株通过上调PPARα基因表达来下调NPC1L1基因表达，进而抑制Caco-2细胞摄取胆固醇。

2.2.2 抑制胆固醇的合成

HMG-CoA还原酶是胆固醇合成过程的限速酶，研究表明益生菌可下调HMG-CoA还原酶基因表达。黄燕燕等[45]用不同剂量的植物乳杆菌DMDL 9010菌液灌胃高脂饮食大鼠，发现灌胃高剂量菌液可显著降低大鼠肝组织中HMG-CoA还原酶基因mRNA水平，表明该菌株可能是通过降低HMG-CoA还原酶的活性，从而抑制胆固醇的合成。Lew等[46]将植物乳杆菌DR7培养后离心取上清液，发现其能够减少HepG2细胞蓄积胆固醇，下调HepG2细胞HMG-CoA还原酶基因表达，当存在腺苷酸活化蛋白激酶（adenosine monophosphate-activated protein kinase，AMPK）抑制剂时，该菌株的上清液对HepG2细胞HMGCoA还原酶基因表达的下调减弱。此外，该菌株的上清液对HepG2细胞AMPK基因表达没有影响，但促进了AMPK磷酸化，说明该菌株的上清液可以通过AMPK途径降胆固醇，特别是通过AMPK的磷酸化来下调HMGCoA还原酶基因表达。Chen Kun等[47]研究了4 种乳杆菌对HepG2细胞HMG-CoA还原酶的影响，用HMG-CoA还原酶启动子报告质粒和核因子κB（nuclear factor-κB，NF-κB）结合位点突变的该质粒瞬时转染HepG2细胞，质粒中含荧光素酶报告基因，转染一段时间后添加菌悬液，转染结束后收获并裂解HepG2细胞，测定荧光素酶活性，荧光素酶报告基因和实时PCR结果表明，实验菌株均下调了HMG-CoA还原酶基因表达，HMG-CoA还原酶基因中存在NF-κB结合位点，NF-κB在乳杆菌介导的HMG-CoA还原酶基因调控中起着至关重要的作用。

2.2.3 促进胆固醇的转化

CYP7A1是胆汁酸合成经典途径中第一步骤的限速酶[48]，研究表明益生菌可上调CYP7A1基因表达。Li Chuan等[49]研究了植物乳杆菌NCU116对高脂饮食大鼠脂质代谢的降胆固醇作用，首先高脂饮食会导致大鼠肝脏中CYP7A1mRNA水平显著升高，对高脂饮食大鼠进行高剂量菌液灌胃后CYP7A1mRNA水平显著升高，该菌株可通过上调CYP7A1基因表达降胆固醇。Liu Yin等[50]研究发现高脂饮食会上调小鼠法尼醇X受体（farnesoid X receptor，FXR）和小异源二聚体伴侣受体（small heterodimer partner，SHP）基因表达、下调CYP7A1基因表达，他们采用具有高BSH活性的植物乳杆菌Y15菌液对高脂饮食小鼠进行灌胃，结果表明，小鼠的FXR和SHP基因表达下调，CYP7A1基因表达上调，并且该菌株将高脂饮食小鼠肠道菌群调节至正常饮食结构，提高了乳杆菌属、双歧杆菌属和拟杆菌属等具有BSH活性的肠道细菌的相对丰度，使胆汁盐产生的胆汁酸增加，这可能进一步影响了肝脏FXR-SHP信号通路，上调了CYP7A1基因表达，促进了胆固醇的转化。Kim等[51]发现灌胃鼠李糖乳杆菌GG菌液可上调高脂饮食小鼠CYP7A1基因表达，下调FXR、SHP和成纤维细胞生长因子15（fibroblast growth factor 15，FGF15）基因表达，说明该菌株是通过抑制肝脏中FGF15和FXR信号通路，从而上调肝脏中CYP7A1基因表达来实现降胆固醇作用。

2.2.4 调节胆固醇的转运

益生菌主要以2 种方式调节胆固醇转运，即通过调节脂蛋白转运以及胆汁酸排泄。Yang Lingshuang等[52]研究了屎肠球菌132和副干酪乳杆菌201对高胆固醇血症大鼠的降胆固醇机制，灌胃两株菌的高胆固醇血症大鼠血清LDL胆固醇（low-density lipoprotein cholesterol，LDL-C）水平显著降低，粪便总胆汁酸（total bile acid，TBA）水平显著升高，屎肠球菌132还可以上调大鼠肝脏LDLR基因表达，表明该菌株可通过加速LDL转运降低体内LDL-C水平。Ghatani等[53]研究了肠球菌降胆固醇方面的益生特性，分别用耐久肠球菌HS03、乳肠球菌YY1菌液和两种菌液混合液对高脂饮食大鼠进行灌胃，发现菌株干预处理显著降低了高脂饮食大鼠血清LDL-C和VLDL胆固醇（very-low-density lipoprotein cholesterol，VLDL-C）水平，显著提升了大鼠血清HDL胆固醇（high-density lipoprotein cholesterol，HDL-C）水平。另外，益生菌可以通过BSH水解胆汁盐生成胆汁酸来促进胆汁酸排泄，通过体内负反馈调节作用加速胆固醇向胆汁酸转化[54]。王泳等[55]用瑞士乳杆菌TS206菌液灌胃小鼠，在灌胃后2 周内，实验组小鼠的血清LDL-C水平迅速降低，3 周后恢复到对照组水平；随灌胃时间延长，实验组小鼠粪便中TBA水平呈下降趋势，而对照组（用等量的生理盐水灌胃）则相反。灌胃3 周后，实验组小鼠粪便中TBA水平显著低于对照组，随灌胃时间延长差异越显著。

3 益生菌降胆固醇功效的评价策略

评价益生菌降胆固醇特性的方法主要包括体外实验、动物实验和临床研究，体外实验和动物实验可确定益生菌降胆固醇的作用和机制，然后以临床研究来评估益生菌对人体的降胆固醇功效。通过体外实验分析胆固醇去除率可实现降胆固醇益生菌的初筛，然后考察初筛菌株菌体细胞及代谢产物的降胆固醇作用，明确其体外降胆固醇机制并进行复筛，体外细胞模型可进一步确定所筛菌株降低人体胆固醇的潜力。通过动物实验分析动物血清中胆固醇水平和相关代谢基因的表达情况，预测菌株在体内的降胆固醇机制与功效。最后，通过临床研究确定菌株实际的降胆固醇作用，并考察其对人体是否有潜在的不利影响。

3.1 体外实验

3.1.1 培养基中胆固醇去除率

益生菌在含胆汁盐和胆固醇的培养基中厌氧培养，以未接种益生菌的含胆汁盐和胆固醇培养基为对照，其中胆固醇也可用富含胆固醇的食物或动物血清替代[56-57]。培养一定时间后离心取上清液，测定其中的胆固醇含量以计算胆固醇去除率，胆固醇含量常以邻苯二甲醛比色法和硫酸铁铵比色法来测定。

3.1.2 菌体细胞吸收结合胆固醇

益生菌在含胆固醇的培养基中培养一定时间，以不含胆固醇的培养基中培养的益生菌为对照，离心收集菌体细胞，洗涤、重悬后破碎，离心得上清液，即为胞内提取物，将离心得到的沉淀重悬制备细胞碎片悬浮液，然后测定实验组和对照组这两个组分中的胆固醇含量。若实验组胞内提取物中胆固醇含量高于对照组，则表明胆固醇被吸收进入菌体细胞内；若实验组细胞碎片悬浮液胆固醇含量高于对照组，则表明胆固醇被结合在菌体细胞表面。另外，益生菌在含胆固醇的培养基中培养后，若胞内脂肪酸组成发生改变，也可以确定胆固醇被吸收进入菌体细胞内。此外，也可采用扫描电子显微镜观察菌体对胆固醇的吸附效果。还可以借助荧光探针法明确菌体细胞对胆固醇的结合作用[32]。益生菌在含胆固醇的培养基中培养一定时间，以不含胆固醇的培养基中培养的益生菌为对照，培养后取益生菌的细胞膜或细胞壁制成悬液，加入可与细胞膜或细胞壁特定位置结合的荧光探针，孵育后测定荧光各向异性，若实验组较对照组荧光各向异性显著改变，则可确定益生菌将胆固醇掺入菌体细胞表面。

3.1.3 代谢产物降胆固醇

如上所述，菌株降解胆固醇的代谢产物主要包括BSH和EPS。关于BSH的检测方法包括平板法和色谱法，平板法是指在固体培养基中添加氯化钙和胆汁盐，倒入平板并凝固后将滤纸片置入其中，将益生菌菌液缓慢加在滤纸片上，待菌液完全吸收后厌氧培养72 h，若滤纸片周围产生白色沉淀物可确定菌株产生BSH，可通过沉淀物区的直径初步评估菌株BSH的活性。薄层色谱法是指将益生菌培养后离心、洗涤、重悬，加入培养基、缓冲液和胆汁盐，经培养后真空蒸发，用甲醇溶解后离心取上清液，以胆汁酸和胆汁盐为标准品用薄层色谱进行测定，通过与标准品比较可得出菌株是否具有BSH活性，该法较平板法更灵敏[58]。高效液相色谱法是指将益生菌在含胆汁盐的培养基中培养后，加入试剂终止BSH活性反应，以胆汁盐为标准品，使用高效液相色谱仪测定培养基中剩余胆汁盐的含量，通过计算胆汁盐的去除率评估菌株BSH活性的高低[30]。另外，因BSH水解胆汁盐可释放出胆汁酸与氨基酸，所以可通过氨基酸释放量对BSH活性进行定量[59]。关于EPS的检测，首先需要提取益生菌EPS，然后加入到胆固醇溶液中，以不含EPS但含胆固醇的溶液为对照，反应一定时间后离心取上清液，测定胆固醇含量，并以此确定菌株的EPS是否能够降胆固醇[60]。

3.1.4 肠、肝细胞代谢胆固醇

以肠癌细胞（Caco-2和HT-29细胞）和肝癌细胞（HepG2细胞）为模型，测定益生菌对肠细胞摄取胆固醇、肝细胞蓄积胆固醇以及两类细胞胆固醇代谢基因表达的影响。将益生菌悬液加入肠癌细胞中并孵育，洗涤肠癌细胞后加入胆固醇胶束，孵育后收集上清液和肠癌细胞，测定上清液或肠癌细胞中胆固醇含量，确定益生菌对肠细胞摄取胆固醇的影响；通过mRNA和蛋白分析研究肠癌细胞中胆固醇代谢基因（三磷酸腺苷结合盒转运蛋白G5/8基因和LXR基因等）的表达，明确益生菌对肠细胞胆固醇代谢基因表达的影响[61-62]。制备胆固醇积累的肝癌细胞模型，将菌悬液加入到该细胞模型中，测定细胞模型胞内胆固醇含量和胆固醇代谢基因（HMG-CoA还原酶、固醇调节元件结合蛋白1c、乙酰辅酶A羧化酶、脂肪酸合成酶基因以及AMPK、PPARα、FXR、SHP、CYP7A1、LXR和LDLR基因等）的表达情况，明确益生菌对肝细胞蓄积胆固醇和胆固醇代谢基因表达的影响[63]。

3.2 动物实验

动物实验常用小鼠、大鼠、仓鼠、豚鼠和猪作为模型，因为它们在胆固醇代谢方面与人类相似[64]。用益生菌菌液灌胃或菌粉饲喂高脂饮食动物，同时用菌液或菌粉的载体灌胃或饲喂的普通饮食和高脂饮食动物为阴性对照，以及采用降脂调脂药物灌胃或饲喂的高脂饮食动物作阳性对照，饲喂一段时间后测定实验动物的血脂水平（血清总胆固醇（total cholesterol，TC）、TG、LDL-C和HDL-C水平）及肝脏和小肠胆固醇代谢基因的表达[65-66]。

3.3 临床研究

让受试者服用益生菌并于一段时间后测定受试者的血脂水平，比较受试者不同时期的血脂水平，或者以未服用益生菌受试者为对照，除可确定益生菌对人体是否有降胆固醇功效，还可以得出益生菌降人体胆固醇的有效剂量。Ryan等[67]研究了高胆固醇血症患者服用布氏酵母CNCM I-1079胶囊8 周过程中（服用前、服用4 周和8 周）血样相关指标，包括血清中TC、TG、LDL-C、HDL-C和脂蛋白颗粒水平，与服用前相比，服用该胶囊8 周仅残余脂蛋白颗粒水平显著降低，表明服用该菌株可降低残余脂蛋白。Mo等[68]选取PubMed、Embase和Cochrane数据库中共19 项临床试验，探究益生菌对高胆固醇血症患者的降胆固醇作用，并分析了几种因素对益生菌降胆固醇效果的影响，包括高胆固醇血症患者的初始TC水平和年龄，以及益生菌干预持续时间、菌株和服用形式。结果表明，益生菌可显著降低高胆固醇血症患者血清中TC和LDL-C水平，对轻度和年轻的患者降低TC和LDL-C水平的效果更好，益生菌长期干预的患者较短期干预的患者TC和LDL-C水平下降幅度更大，植物乳杆菌可显著降低TC和LDL-C水平。

4 结 语

益生菌的降胆固醇能力因菌株而有所差异，了解益生菌的降胆固醇机制及其评价策略有助于开发有高效降胆固醇作用的益生菌菌株，并为高胆固醇诱发相关疾病的防治提供新的思路。随着人们健康意识的提升以及对益生菌研究的不断深入，降胆固醇益生菌的开发及应用具有广阔的前景，例如降胆固醇的功能食品以及生物活性药物，但在菌株开发与应用过程中仍存在一些问题有待解决：1）益生菌降胆固醇虽被广泛研究，但降胆固醇机制尚未被完全阐明，此外，多机制协同降胆固醇有待进一步研究；2）益生菌在体外和动物实验中有降胆固醇作用，而将其应用于人体却不一定发挥同样的功效；3）多数研究仅证明了益生菌有降胆固醇作用，但未对益生菌的使用剂量与使用期限加以研究，也并未对菌株的安全性进行准确全面的评估，益生菌的安全性评估也尚无明确的规定。因此，通过进一步的研究完善益生菌降胆固醇机制，并以目前得出的益生菌降胆固醇机制为基础，研究益生菌多机制协同降胆固醇是趋势之一。此外，仍需更多的临床研究进一步揭示益生菌降低人体胆固醇机制，确定益生菌降胆固醇有效剂量与使用期限，以及测试任何潜在的对人体不利的影响。