富血小板血浆应用于颗粒脂肪移植的研究进展

余　晶　综述，吴毅平　审校（华中科技大学附属同济医院整形美容外科湖北武汉430030）

富血小板血浆应用于颗粒脂肪移植的研究进展

余晶综述，吴毅平审校
（华中科技大学附属同济医院整形美容外科湖北武汉430030）

由于脂肪组织来源丰富、移植后质地外观接近自然、操作简便、对机体创伤小、成本相对其他人工填充材料低廉等优势，自体颗粒脂肪注射移植被整形美容外科医师广泛地应用于组织填充和重建［1-2］。但移植脂肪的存活率不确定，移植后组织的吸收率20%～70%，且可能出现囊肿、钙化等并发症［3-5］，极大地限制了其应用。为此，整形外科医师已经作出了很多努力来完善和标准化脂肪移植的手术操作流程，或者通过辅助治疗，如：添加胰岛素、生长因子（如：碱性成纤维细胞生长因子、血管内皮细胞生长因子、胰岛素样生长因子、瘦素等）、富血小板血浆，或与干细胞（脂肪来源干细胞或基质血管成分［6］、骨髓间充质干细胞、脐血来源间充质干细胞）混合移植、基因治疗或细胞治疗等，促进脂肪移植物的血运重建、脂肪组织再生、减少纤维化等，从而提高移植脂肪组织最终存活率。其中，将富血小板血浆应用于颗粒脂肪移植、促进移植脂肪存活，成为研究热点之一。富血小板血浆（Platelet-rich Plasma，PRP）是由全血离心得到的含有高浓度血小板的血浆，富含来源于血小板的多种生长因子和黏附分子。PRP来源于自体组织、制备简便，相对于其他辅助治疗，如：人工合成或提取的生长因子、干细胞辅助脂肪移植等更安全、可行、经济。临床和实验研究已报道PRP对骨组织修复、创面修复、肌肉关节运动损伤修复有效。近年来，有临床医师将PRP应用于脂肪移植，虽然一些临床报道有效，但证据仍够不充分，目前仅有少量实施在小动物身上的基础研究和前期临床研究。此外，尚无明确的分子机制研究报道。本文通过回顾目前已有的相关文献，探讨PRP对脂肪移植物作用的可能分子机制。回顾目前已发表的对PRP应用脂肪移植的体外、动物和人体研究，为其临床应用和未来研究方向提供依据。

1　富血小板血浆的定义

富血小板血浆（PRP）是自体的、含有高于全血浓度的血小板的少量血浆。成人全血的血小板计数是150 000～350 000/μl。只有当PRP中的血小板计数达到1，000，000/μl或者全血血小板数的4～7倍，才能取得临床效果［7］。血小板中含有两种颗粒：α颗粒和高密度颗粒。每个血小板中大约有50～80个α颗粒。目前已证实α颗粒中至少含有7种能激活创面修复的生长因子，包括三种血小板衍生因子（PlateletDerivedGrowthFactors，PDGF-AA，PDGF-BB和PDGF-AB）、转生长因子-β（Transforming Growth Factors，TGF-β1和TGF-β2）、血管内皮细胞生长因子（Vascular Endothelial Growth Factor，VEGF）和表皮生长因子（Epidermal Growth Factor，EGF）［8］。α颗粒中还含有三种细胞黏附蛋白：纤维蛋白原、纤维连接蛋白和玻连蛋白［9］。此外，还含有胰岛素样生长因子（Insulin-like Growth Factors，IGF-I，IGF-II）、成纤维细胞生长因子（Fibroblast Growth Factor，FGF）、内皮细胞生长因子（Endothelial Cell Growth Factor，ECGF）和血小板源性血管生长因子（Platelet Derived Angiogenesis Factor，PDAF）。高密度颗粒中也含有生物活性因子，包括组织胺、5-羟色胺、多巴胺、钙离子和腺甘酸等，这些因子也参与创面修复，在创面修复的第一阶段--炎症反应期发挥重要作用。组织胺和5-羟色胺能增加毛细血管的通透性，使得炎症细胞向损伤部位迁移并激活巨噬细胞［9］。

2　富血小板血浆的制备

最好在手术前采集全血制备PRP，因为手术开始后术区会出现血小板聚集和触发凝血反应，降低外周循环中的血小板数。PRP制备的原理是根据全血中各成分的密度差异，经离心来分离得到浓聚血小板的血浆。通常采用二次离心抗凝的全血来获得PRP。第一次离心后，红细胞沉积在最下方，与血浆分离，中间出现白色的薄层，含有大量血小板。取血浆和中间层进行第二次离心后，血小板沉积，留取约1/4的血浆与血小板混合均匀后即得到PRP［7-10］。目前，文献报道的离心力和离心时间各不相同。目前一致认可的是在第二次离心时采用较高的离心力，以增加血小板数量和减少制备时间。但高速离心会导致血小板破裂，引起制备过程中的生长因子释放，最终降低所得PRP中血小板、生长因子的含量，影响其生物活性。Dugrillon等［11］通过研究离心力对生长因子含量的影响发现，随着离心力从400g到1200g的增加，PRP中血小板的计数随之增加。但当离心力从400g增加到800g时，TGF-β的含量明显增加，而继续增加离心力到1000g和1200g时，TGF-β的含量却没有继续增加。因此，第二次离心的最佳离心力可能是800g。

虽然通过离心制备PRP操作简单，但仅适用于实验室研究，因为在临床中常需要较大量的PRP，以离心法制备工作量大，且容易污染。因此，市场上出现了两种提取PRP的自动化设备。一种是标准化的细胞分离和收集设备，从一个单位的（200ml）全血中提取PRP，适用于制备较大剂量的PRP，如用于颗粒脂肪移植隆乳术和乳房再造术等。通常能达到2～4倍血小板浓聚。这种设备的优势是能自动化制备较大量的PRP，而且剩余的红细胞和血浆可以回输给患者。另外一种是为快速制备小剂量的PRP而设计的设备，以用于骨移植、脂肪移植或关节软骨运动损伤的治疗等。这类设备有Curasan，PCCS，Anitus，SmartPReP，GPS和Symphony II system，通常从45～60ml全血中提取出约6ml的PRP，但血小板浓聚度不一致，从2倍到8倍不等［7，10，12］。

3　PRP的激活

血小板激活是α颗粒与血小板膜融合、胞吐释放蛋白，和分泌型蛋白质通过添加组蛋白和碳水化合物侧链活化的过程。Marx等［7，10］最早报道的方法是将6mlPRP与1ml氯化钙和凝血酶混合物（10，000单位胎牛凝血酶溶于10ml 10%氯化钙溶液）混合从而激活PRP。但使用凝血酶激活PRP通常会导致生长因子在激活后的10min内快速释放，1h内释放超过95%。因此，Marx等推荐在PRP激活后的10min内、在受区使用凝血酶。这种方法通常用于制备和收集PRP中的所有生长因子。另一种方法是单纯添加氯化钙（CaCl2）。添加氯化钙后，PRP中的凝血酶原转化为凝血酶，激活血小板、引起纤维蛋白凝集，PRP形成凝胶状，血小板释放出的生长因子被包埋在纤维蛋白基质中、释放缓慢，可持续释放7d以上。这种方法是临床上将PRP用于脂肪移植软组织填充时最常使用的方法。

还有一种收集PRP中的生长因子的方法是冷冻/复温循环法（freeze/thaw cycle）［12-13］。具体操作是，将PRP置入-80℃冰箱24h，随后37℃水浴1h，接着2000g离心10min。将上清液用0.22μm的滤器过滤后，储存在-80℃。

4　PRP中生长因子的含量

文献报道了不同的制备方法和不同的激活方法下PRP中生长因子的含量不同。

4.1 PRP的制备和储存方法

PRP的制备方法影响PRP中生长因子的含量。Weibrich等［12-13］比较了血细胞分离仪和5种快速PRP提取设备所获得的PRP经激活后的生长因子的含量（见表1）。

PRP的存储方式同样影响PRP生长因子的含量。Pietramaggiori等研究了三种存储方法下生长因子的含量：新鲜冷冻，添加保护液冻干保存，不添加保护液冻干保存。结果显示，三种储存方法都能有效地保存PRP中的生长因子，新生冷冻保存的PRP经活化后得到TGF-β334.4ng/ml，PDGF8672 pg/mL，EGF2185.2pg/ml，VEGF330.8pg/ml；不添加保护液冻干保存的PRP经激活后等到TGF-B 314.8ng/mL，PDGF7304pg/mL，EGF2016.4pg/ml，VEGF346.4pg/ml；添加保护液冻干保存的PRP经激活后得到TGF-β 245.2ng/ml，PDGF7784pg/ml，EGF2064.8pg/ml，VEGF 268 pg/ml。

4.2 PRP激活方法

PRP的激活方法影响PRP中生长因子的释放。Kim等比较了4种激活方法下生长因子的含量：①10%CaCl2·2H2O；②0.1%Triton-X；③142.8 U/ml凝血酶和14.3mg/ml CaCl2·2H2O；④在剪切力和20 μg/mL胶原蛋白预先激活后，添加10U/ml凝血酶和2mM CaCl2·2H2O。四种方法都能充分地激活血小板［14］。使用方法2和方法3，PDGF和TGF-β的释放更充分，获得含量更高；而方法4获得VEGF含量更高；方法1获得的FGF的含量更高。因此，不能说明哪一种方法最佳。Eppley等［15-16］使用凝血酶/氯化钙混合物激活PRP，得到的生长因子PDGF-BB（120ng/mL），TGF-β1（120ng/ml），VEGF（995ng/ ml），EGF（129ng/ml）。而Weibrich等［17］评估了115例PRP样本采用冷冻/复温循环法激活时的生长因子释放情况，观察到PDGF-AB（117ng/mL）、TGF-β1（169ng/mL）、IGF-I（84ng/mL）大量释放，而PDGFBB（10ng/mL）和TGF-β12（0.4ng/mL）含量较少。

通常认为PRP中的血小板数越多，释放的生长因子含量越高。但Weibrich［13］和Eppley等［15-16］发现生长因子的含量与PRP中血小板数量无明显的相关性，不能根据血小板数量预估生长因子的含量。可能原因有血小板中颗粒数量或存储的生物活性物质含量存在差异，不同激活方法下生长因子的释放情况不同，可能有来自其他细胞（如：白细胞）或血浆源性的生长因子等。

表1　人PRP释放的生长因子含量

5　PRP对脂肪移植物的作用

5.1颗粒脂肪游离移植

颗粒脂肪移植物中含有至少两群细胞：成熟的脂肪细胞和间质血管成分（stromal vascularfraction，SVF）细胞［18］。间质血管成分一个异源的细胞群，包含前脂肪细胞（preadipocytes）、脂肪来源干细胞（adipose-derived stem cells，ADSCs）、内皮细胞、平滑肌细胞、周细胞、白细胞和肥大细胞等。在游离移植后早期，颗粒脂肪移植物由组织的渗透供养。随后，移植物由新生的血管重建血供。成熟脂肪细胞在缺血缺氧环境下，可能出现坏死或去分化；当血供重建后，去分化的脂肪细胞可能重新分化为成熟的脂肪细胞。前脂肪细胞和脂肪来源干细胞能耐受缺血缺氧，且在缺血缺氧刺激下增殖、分化，对移植脂肪的存活也起到重要作用［6，19］。

对于颗粒脂肪组织游离移植后的转归，主要有两种观点：宿主替代理论和细胞存活理论。前者认为，移植后的脂肪细胞不能存活，出现坏死并逐渐被宿主的巨噬细胞吞噬、取代；后者认为，颗粒脂肪组织游离移植后部分脂肪细胞可以通过组织间的渗透供养直至血运重建而存活下来［5］。近年来，学者Kotaro Yoshimura［20-21］提出了“三区域理论”：认为颗粒脂肪组织游离移植后早期由组织间渗液供养，在这种缺血环境下，仅最外层（存活区surviving zone，厚度＜300μm）的成熟脂肪细胞能存活下来，内部的成熟脂肪细胞不能存活。中间区域（再生区regenerating zone）能耐受缺血缺氧的脂肪来源干细胞和前脂肪细胞部分存活下来，参与脂肪细胞的再生、组织重塑；而移植物最中心（坏死区necrotic zone）所有细胞都不能存活，坏死区最终被吸收或被纤维结缔组织取代。

5.2 PRP在移植脂肪存活中的作用

PRP可能通过以下方面促进移植脂肪的存活：①由其血浆成分为移植物提供营养支持；②在多种促血管生成细胞因子的作用下，促进移植物的血管新生、血供重建，如：PDGF、PDAF和VEGF［14］；③促进移植物内脂肪来源干细胞和前脂肪细胞的增殖和分化。许多临床前期研究证实了PRP能促进脂肪移植物的血管生成［22］，但PRP对成熟脂肪细胞或脂肪来源干细胞作用的研究尚不多。许多研究发现PRP能促进脂肪来源干细胞的体外增殖，但最佳作用浓度尚存在争议。Kakudo等［23］报道1%和5%的激活的PRP（actived Platelet Rich Plasma，aPRP）能促进人脂肪来源干细胞的增殖，但超过5%的浓度反而抑制人脂肪来源干细胞的增殖。但Cervelli等［24］研究发现在1%到50%的浓度范围内，aPRP对人脂肪来源干细胞增殖的促进作用存在剂量依赖。有些学者认为能用PRP取代ADSCs培养基中的胎牛血清，PRP既能促进ADSCs的增殖，也避免了某些疾病，如克雅氏病（Creutzfeldt-Jakob）的传播。

5.3 PRP促进移植脂肪存活的机制

PRP对成熟脂肪细胞或脂肪来源干细胞影响的分子机制尚无足够的文献报道。我们的相关前期研究表明，PRP对ADSCs体外增殖的促进作用可能与其对cyclinD1表达的上调有关，但PRP同时也提高了CDK抑制剂p27Kip1的蛋白水平，提示PRP可能通过提高p27Kip1的蛋白水平抑制了ADSCs的过度增殖［25］。Liu等［26-27］研究PRP对骨质疏松症的治疗，发现PRP能上调前脂肪细胞（3T3L1细胞株）的成骨分化潜能，下调其成脂分化潜能；此外，PRP能通过增加特异性的成骨基因，如RunxII、OPN和OCN的表达，和减少成脂分化基因，如PPAR-r和Leptin的表达，促使成熟脂肪细胞向成骨细胞分化。Fukaya等［28］发现PRP能抑制高度成脂分化的前脂肪细胞的凋亡，其分子途径是降低DAPK1水平和BIM mRNA的表达；他们认为PRP能通过增强移植物中的前脂肪细胞的抗凋亡活性从而提高移植脂肪的存活率。Cervelli等［24］研究PRP对脂肪来源干细胞的作用发现，单独应用PRP不能促进人脂肪来源干细胞的成脂分化，但当添加胰岛素后，PRP通过FGFR-1和Erb2调控的Akt途径，明显增强人脂肪来源干细胞的成脂分化潜能。

5.4 PRP中生长因子的作用

PRP含有多种生理性的生长因子。成脂分化过程受多种激素和生长因子的调控［29］。IGF能通过上调PPAR配体的作用促进前脂肪细胞（3T3L1细胞株）的成脂分化。据报道，TGF-β1能抑制骨髓来源间质干细胞的成脂分化；EGF和PDGF能激活EGF和PDGF受体，通过MAP激酶信号传导通路降低PPARr1的转录，从而抑制3T3L1前细胞的成脂分化。但当将PDGF成脂诱导培养基中时，PDGF能显著提高前脂肪细胞的成脂分化能力，可能是由于提高了CCAAT增强子结合蛋白的表达［30］。此外，Stagier等发现，当不再在成脂诱导培养基中添加PDGF后，不仅发现3T3L1前细胞的成脂分化率下降，还发现3T3L1前细胞的凋亡增加。Craft等［31］研究发现微球缓释的PDGF能促进移植脂肪的存活。综上所述，除IGF外，PRP所含的单一的生长因子均抑制前脂肪细胞的成脂分化；PDGF对成脂分化的作用结论不一致。

虽然PRP中的大多数生长因子抑制成脂分化，但这些生长因子大都能促进血管生成。Rophael等［32］发现促血管生成生长因子VEGF、FGF、PDGF-BB的混合物，与单一的促血管生成生长因子相比，不仅能促进移植脂肪的早期血管生成，而且能促进脂肪细胞新生。因此，PRP的促血管生成作用不仅能提高成熟脂肪细胞的早期存活，可能还能促进脂肪细胞再生。

6　PRP应用于脂肪移植的临床前期实验研究

目前，已有多项探索PRP对移植脂肪存活作用的动物实验研究（见表2），但研究结果不一致，且因移植脂肪来源、移植脂肪获取方法、PRP的制备、与脂肪组织混合的比例、PRP激活方法以及受区各异等，研究结果不具有可比性。Por等［33］将PRP与人吸脂得到的颗粒脂肪组织以1:4混合后，移植到裸鼠的头皮下，4个月后，观察PRP组与对照组（生理盐水组）在脂肪移植物存活率、新生血管、囊肿形成、纤维化程度、坏死程度或炎症反应程度上均无显著差异。但分析这一阴性结果的产生可能是由于在实验中未添加激活剂（凝血酶或氯化钙）激活PRP。Pires Fraga等［34］使用兔模型研究PRP对移植脂肪存活的作用，获取兔背部肩胛下的皮下脂肪，PRP经氯化钙和凝血酶激活后，脂肪组织与PRP等体积混合，移植到兔耳部皮下；结果显示PRP组存活脂肪细胞数和新生血管数较对照组（生理盐水组）明显增加，而坏死和炎症反应面积比较小。Rodriguez-Flores等［35］通过抽脂得到兔的腹股沟颗粒脂肪组织，与经氯化钙激活后的PRP等体积混合后移植于兔唇部；移植后4个月观察结果显示，PRP组与对照组相比，新生血管和成活脂肪细胞的数量无明显差异，但炎症反应程度和囊肿形成低于对照组。Nakamura等［22］将大鼠的腹股沟脂肪与经氯化钙激活后的PRP按4:1混合后，移植后大鼠背部皮下结果显示：在术后10d，PRP组与对照组在组织学上无明显差异；但在术后20d，对照组的存活脂肪细胞面积较小；而且在移植后至少120d内，PRP组的肉芽组织和毛细血管形成、脂肪细胞存活优于对照组。Oh等［33］将人吸脂得到的颗粒脂肪组织与激活（凝血酶和氯化钙）后的PRP按7：2混合后，移植后裸鼠的头部皮下；结果显示：移植后10周，PRP组移植物的体积和重量较对照组大；对组织学观察指标量化评分比较，发现PRP组的囊肿形成和纤维化程度低于对照组，但脂肪组织完整性和炎症反应程度无明显差异。综合上文，激活的PRP应用于脂肪移植，能提高脂肪细胞的存活和促进血管新生，PRP还能减轻炎症反应程度和减少囊肿形成。

表2　PRP对脂肪移植作用的动物实验研究

7　PRP应用于脂肪移植的临床研究

PRP应用于脂肪移植的临床研究的报道不多。Salgarello等［36］在早期研究中将自体脂肪组织与PRP按9:1混合移植用于乳房重建；采用单次离心法（3500rpm，5min）制备PRP，加入氯化钙激活。整形外科医师对手术的临床效果评分，乳房超声和X线摄影检查评估脂肪坏死。结果显示，PRP组与对照组（生理盐水组）在手术效果评分上无明显差异，在出现脂肪坏死的病例所占的比例上无明显差异。100个病例被分成两组：PRP混合脂肪移植组，单纯脂肪移植组；病因有先天性单侧乳房发育不良，乳腺癌后乳房重建和假体取出后乳房重建。采用梯度离心制备PRP，1100g离心10min；加入Ca2+激活PRP。术后1年，PRP混合脂肪移植组的体积维持率为69%，而单纯脂肪移植组只有39%。此外，Gentile等［37］报道添加PRP辅助脂肪移植与添加SVF辅助脂肪移植的体积维持率（69%vs 63%）相似。Cervelli等［38］进一步研究发现40%体积比的PRP是最佳的混合比例，能促进移植脂肪的体积维持达50周。他们还发现对40%PRP/脂肪混合移植后的第7d和第15d于移植处局部注射胰岛素，移植后12周观察到注射胰岛素组的移植脂肪组织的体积维持率高于对照组。前两组临床研究主要通过主观评估对移植效果评分，指标有：①出现不对称，畸形和不规则；②术区的效果；③一个或多个区域的脂肪吸收率；④移植脂肪组织维持的时间；⑤是否需要再次治疗。虽然他们声明有对术前和术后照片进行客观对比，但事实上他们的比较方法仍采用的是主观评分。目前有许多测量移植物三维体积变化的量化工具或软件，如CT、MRI和3D-MD三维图像分析软件［39］，这样得到的结果更客观、具有可重复性、易操作性。

8　富血小板血浆纤维蛋白（PRF）及其对脂肪移植物的作用

富血小板血浆纤维蛋白（Platelet rich fibrin，PRF）被认为是第二代PRP，首次由Choukroun报道，主要应用于口腔颌面外科［40-42］。富血小板血浆纤维蛋白制备很简单：抽取10ml静脉血装入离心管中，不需要抗凝，然后立即离心，3000rpm离心10min。全血在与管壁接触后立即触发凝血反应，纤维蛋白原在凝血酶的作用下转化为纤维蛋白并凝聚。离心后，红细胞沉积在最下层，纤维蛋白凝块在中间层，最上层为血浆。纤维蛋白凝块中含有大量血小板，血小板被激活释放生长因子，这些生长因子也被包埋在纤维蛋白凝块内。PRF的制备不需要添加抗凝剂或凝血酶等激活剂，但抽血后立即离心是制备PRF的关键。多个研究证实，不同于PRP在1d天内快速释放大量生长因子，PRF能持续28d缓慢释放PDGF和TGF。原因可能是PRF在离心的过程中逐渐、缓慢凝聚形成三维立体结构，将血小板释放的生长因子包埋在纤维蛋白聚体内［43］。而PRP经凝血酶激活，纤维蛋白迅速凝集并收缩、析出血清，血小板释放的生长因子大量流失到血清中。

由于PRF能够持续、缓慢地释放生长因子［44］，有学者开始对比研究PRF对脂肪移植物的作用是否优于PRP。Liu等［26］对自体PRF或SVF对移植脂肪存活的作用进行研究，将兔的颗粒脂肪组织与PRF、SVF或PRF及SVF混合移植到兔的耳部，4周后观察到，PRF+SVF+组的微血管密度和存活脂肪组织面积高于其他组，PRF组与SVF组的微血管密度和存活脂肪细胞面积无明显差异，但均高于单纯脂肪移植的对照组。移植后24周观察到，单纯脂肪移植组的移植脂肪吸收率最高，其次是PRF组、SVF组，吸收率最低的是PRF+SVF+组。这项研究表明，PRF和SVF都能促进移植脂肪的存活，且PRF和SVF具有协同作用。Keyban等［45］对比研究了PRP和PRF在面部脂肪移植中的作用，以吸收率（对比术前术后照片）、疼痛、水肿和瘀青等指标评价效果。结果显示PRF在面部脂肪移植中的作用优于PRP。

9　展望

综上所述，在大多数小动物和临床研究中，激活的PRP能促进移植脂肪的存活。临床前期研究表明PRP可能通过促进血管新生、血运重建，提高移植脂肪的存活。然而在应用于临床前，仍需要在大型动物上实验的结果。大鼠和兔并不是理想的脂肪移植动物模型，因为这些动物的皮下脂肪较少，不能像临床上一样通过脂肪抽脂能获得颗粒脂肪，也不可能实现多层次注射移植脂肪组织。

PRP与移植脂肪混合的比例仍需要在临床应用中进一步探索。目前研究报道的比例有1:1，1:4，1:9等。在大体积脂肪移植，如脂肪移植乳房重建中，需要的PRP量较大，即使使用血细胞分离设备制备PRP、并将红细胞血浆回输，由于外周循环中血小板的大量丢失，可能导致凝血功能异常。

由于能持续、缓慢地释放生长因子，PRF的作用优于PRP。Kurita等［46］将PRP浸入可降解的明胶凝胶中，发现其促进大鼠缺血下肢血管再生的作用优于PRP。Sell等［47］将PRP与蚕丝蛋白、聚乙醇酸或聚己内酯的电纺支架结合，发现其在35d内能持续释放生长因子。PRP-电纺支架能促进脂肪来源干细胞（ADSCs）的增殖和巨噬细胞的趋化。因此，未来可以进一步研究缓释PRP对移植脂肪的作用。此外，PRP与ADSCs或SVF在促进移植脂肪存活方面是否具有协同作用，也可作为进一步的研究方向。目前的临床研究都是病例对照研究，未来需要双盲的、随机对照研究来提高循证医学证据的等级。

10　小结

目前，大多数小动物实验和临床研究结果证实，PRP能提高移植脂肪组织的体积维持率，当生长因子持续、缓慢时，作用效果更佳。但仍需确定标准的PRP制备和激活方法。建议采用客观的测量方法取代主观评分来评估效果，如：CT、MRI和3D-MD三维图像分析软件等。此外，在应用于临床前，仍需要关于PRP对移植脂肪作用的分子机制作进一步研究，仍需要大型动物实验和随机对照临床研究的结果来支持和指导临床应用。

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编辑/李阳利

Literature review of the application of platelet-rich plasm

吴毅平，教授、华中科技大学附属同济医院整形美容外科主任；E-mail：us_ypwu@gmail.com

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2015-04-10

2015-05-06